Compositions for preserving biological fluid samples

Abstract

The invention provides a novel composition and method for preserving biological fluid samples. The composition comprising: (1a) a boron cluster compound of formula [B 12X 12] 2-, or salt thereof; (1b) optionally an anticoagulant; and (1c) optionally a solvent selected from the group consisting of water, dimethylsulfoxide, methanol, ethanol, and isopropanol.

Description

COMPOSITIONS FOR PRESERVING BIOLOGICAL FLUID SAMPLES

[0001] CROSS-REFERENCE TO RELATED APPLICATION

[0002] This application claims the benefit of U.S. Provisional Application Serial No. 63 / 671, 998, filed July 16, 2024, which is hereby incorporated by reference in its entirety including any tables, figures, or drawings.TECHNICAL FIELD

[0003] The subject invention pertains to novel composition and method for preserving biological fluid samples. The composition comprises a boron compound, or salt thereof, and optionally an anticoagulant and a solvent for preserving a wide variety of analyte classes, including but not limited to small molecules, peptides, proteins, nucleic acids, carbohydrates, and lipids, ensuring stability and reproducibility of their compartmental concentration over the time course of storage at room temperature, thus enabling cost-efficient tests and logistics for the analysis of these samples. In some aspects, the methods of the subject invention inhibit DNA degradation by one or more nucleases in the biological fluid sample.BACKGROUND OF THE INVENTION

[0004] The analysis of certain substances in the biological fluid samples can provide crucial information for the diagnosis, prognosis, and treatment decision on certain diseases of human patients and animals. However, due to logistical, infrastructural and resource constraints, often the space and time of a fluid sample collection is different from the space and time of the fluid sample testing or analysis. Hence, biological fluid samples’ state at its collection should be preserved to maintain analytical accuracy, as various analytes are known to change or degrade over time, storage, and transport under various conditions.

[0005] Preferably, the storage and transport should be carried out at ambient temperatures with minimal cold chain support to reduce costs and allow prolonged preservations for flexibility in scheduling specimen analysis to meet economies of scale and cut labor costs.

[0006] In the era of molecular diagnostics, the preservation of not only metabolites and their quantities, but also their condition, for example, post-translational modification of proteins (e.g., phosphorylation on specific residues of a tau protein) , cell-free DNA or RNA sequences and fragment size distributions, modified bases of cell-free DNA or RNA sequences, peptides and their amino acid forms, and N-and C-terminal composition (such as amidation in GLP-1, disulfide bonds) , can be pivotal to the development and interpretation of diagnostic tests in the clinical setting. As can be anticipated in complex biological fluid samples such as blood, fluid exudates, and urine, the presence of many enzymes such as nucleases and peptidases will rapidly degrade the analytes immediately after collection, hence affecting the accuracy in their quantitation.

[0007] In addition to biochemical reactions, the compartmentalization of the analytes should also be accounted for. In common practice, sodium and potassium ions are located extra-and intra-cellularly, respectively, and shifts in their localization cause unacceptable measurement ofplasma sodium and potassium levels, leading to false treatments with fatal consequences in the clinical settings. In emerging tests, for example, cell-free nucleic acids in plasma have distinct signatures from those located within circulating tumor cells, and hence must be sequenced and interpreted independently of the cellular components of the blood (leakage of the nucleic acid contents from the blood cells is known to be a major source of variability and errors in the development of such tests) .

[0008] Moreover, nucleic acid analysis has become the cornerstone of modern molecular medicine. Advances in molecular diagnostics technologies, such as sequencing, quantitative PCR (qPCR) and reverse transcription-qPCR (RT-qPCR) , are now being applied to all types of biological samples, such as circulating tumor DNA tests (ctDNA) , infectious diseases diagnostics, and cancer tissue molecular diagnostics involving DNA extraction and whole genome sequencing. The accuracy of these tests depends highly on the pre-analytical factors, which can substantially affect or even invalidate testing results by influencing sample nucleic acid integrity and quality.

[0009] To minimize pre-analytical and analytical errors, apart from efficient and cold-chain transport logistics, nuclease inhibitors are essential for preserving nucleic acids due to the ubiquitous presence of nucleases in the sample and environment. However, existing nuclease inhibitors suffer from several limitations. For example, EDTA (ethylenediaminetetraacetic acid) is the most common nuclease inhibitor in blood collection tubes, but only inhibits divalent ion-dependent nucleases by its chelating ability. Notably, EDTA is also ineffective or even stimulates certain RNase activities. Other small-molecule nuclease inhibitors include vanadyl ribonucleic complex (VRC) and Aurin-tricarboxylic acid (ATCA) , which are relatively broad-spectrum RNase inhibitors with activities against troublesome nucleases, like RNase A, RNase T1, MNase, RNase U2 and RNase A Dnase I, S1 nuclease, Exo III. respectively. However, many downstream RNA analytics, such as reverse transcription and sequencing, are ATC-or VRC-sensitive, and removing any residual nuclease inhibitors cleanly can be difficult. Protein-based RNase inhibitors, available commercially in recombinant forms, bind to multiple RNases in a 1: 1 complex noncovalently. Although easily removed based on the differential physicochemical properties of nucleic acid and proteins for downstream analyses, protein-based RNase inhibitors are costly, have short shelf-life at room temperature, are sensitive to chemical denaturants, and also have a limited spectrum of RNase inhibition. Artificially evolved mutants (such as the Superase·In RNase inhibitor) have improved stability against thermal and chemical denaturation and a broadened scope of inhibition, but come with a substantially higher cost. Its proteinaceous nature still suffers from limited shelf-life and batch-to-batch variations, and hence is not recommended for routine ubiquitous preservation of nucleic acids in diverse sampling settings.

[0010] Therefore, there is a need for the development of a general biological fluid sample preservation method that universally and maximally preserve all analytes of interest within the biological fluid sample.

[0011] BRIEF SUMMARY OF THE INVENTION

[0012] The subject invention relates to a composition for stabilizing and preserving a biological fluid sample, where the composition comprises a boron compound, or salt thereof, and optionally an anticoagulant and a solvent. In preferred embodiments, the boron compound comprises a boron cluster compound; wherein the boron cluster compound has formula [B12X12] 2-,

[0013] In more preferred embodiments, the boron cluster compound has formula [B12H12] 2-.

[0014] In other aspects, the subject invention relates to a method for preserving a biological fluid sample, where the method comprises contacting the biological fluid sample with a composition, where the composition is formulated to stabilize and preserve analytes within the sample, where the composition comprises a boron cluster compound, or salt thereof, and optionally an anticoagulant and a solvent.

[0015] In preferred embodiments, the stabilizing activity of the boron cluster compound on an analyte can be turned off, and optionally removed, when the boron cluster compound is complexed with a supramolecular host molecule, such as gamma-cyclodextrin or its derivatives.

[0016] In certain embodiments, the stabilizing activity of the boron cluster compounds can be turned on and off on-demand.

[0017] In certain embodiments, the analyte to preserve for testing comprises one or more nucleic acids. In certain embodiments, the analyte comprises DNA. In certain embodiments, the nuclease includes, but is not limited to, DNase.

[0018] In another aspect, [B12H12] 2-inhibits DNA degradation by one or more nucleases in the biological fluid sample. In preferred embodiments, the biological fluid sample can be maintained at room temperature for up to about 14 days before testing, thus providing excellent long-term stability.BRIEF DESCRIPTION OF THE DRAWINGS

[0019] Figures 1A-1F. Figures 1A-1B illustrate solvation perturbation in protein-protein interaction. Figure 1C shows [B12X12] 2-selection at the intersection of highly chaotropic, weakly coordinating, and superacid conjugate bases species. Figure 1D illustrates closo-dodecaborates formula. Figure 1E shows microscale thermophoretic results of the interactions of donkey anti-rabbit Alexa Fluor 594-labeled Fab fragment (AF594-Fab) with varying concentrations of rabbit IgG in the presence / absence of Na2B12H12. Error bars=s.d.; n=2. Figure 1F show microscale thermophoretic results of the interaction of donkey anti-rabbit Alexa Fluor 594-labeled IgG (AF594-IgG) with varying concentrations of Na2B12H12. Error bars=s.d.; n=2.

[0020] Figures 2A-2G illustrate [B12H12] 2-ion ability to universally tune protein functions. Figure 2A shows ELISA signal decreasing with increasing concentrations of [B12H12] 2-added during the primary antibody binding step. Figure 2B shows N=5 replicates comparing the ELISA signal when 62.5mM Cl-vs [B12H12] 2-added during the primary antibody binding step. Figure 2C shows that the addition of [B12H12] 2- (compared to equal concentrations of Cl-) , inhibits the gelation of 2%gelatin (middle image, inverted tube showed dyed gelatin still falls to the bottom after refrigeration) , and 2%agarose (right panel) . t: timing when the photograph was taken with 0 min at just after mixing. Figure 2D shows photograph under UV light of mCherry samples incubated at 55℃with various additives, to observe fluorescence changes over time reflective of intact protein amount. Figure 2E shows cooking quail eggs with Na2 [B12H12] (left tube) versus NaCl (right tube) added in a 90℃water bath. The accompany timer on right lower corner shows the time of cooking, with t=0s being the tubes placed into the water bath simultaneously. Figure 2F shows tuning of enzyme activities with [B12H12] 2-. For all enzyme systems, the involved protein reaction pathways were shown above each graph, with the signal-generating enzymatic reaction being readout shown in red, and the potential reactions inhibited by [B12H12] 2-shown in pink. Each graphs shows the enzymatic reaction progress time course. Scattered dots, solid lines and shaded bands are measured signal data points, fitted logarithmic curves and their 95%confidence intervals, respectively. Magenta-to-cyan and red-to-green color coding represents serial dilutions of [B12H12] 2-and Cl-added, respectively (see lower right panel) . Figure 2G shows application of [B12H12] 2-in modulating SARS-CoV-2 rapid antigen test (RAT) results. Upper panel: principle of lateral flow-based assay, the less reaction between the control line antibodies (illustrated in orange) with anti-SARS-CoV-2 IgGs on gold nanoparticles (illustrated in crimson) , the more they will cross the control line with fainter C-line intensity. Lower panel: photograph of experimental results with PBS plus various concentrations of [B12H12] 2-added to the sample well, which is negatively correlated with the C-line intensity. AFC: 7-Amino-4- (trifluoromethyl) coumarin, AFC-sub.: quenched AFC-peptide substrate conjugate, Coag., Limulus amoebocyte lysate coagulin, DQ-BSA: bovine serum albumin over-conjugated with BODIPY dyes causing fluorescent quenching, DQ-BSA: lysed DQ-BSA fragments that are fluorescently unquenched, FB / C: Limulus amoebocyte lysate factor B or C, the “a” s suffices indicate enzymatically activated forms, FII: human factor II, or prothrombin, FIIa: activated human factor II, or thrombin, FVa: human factor Va, FXa: human factor Xa, PK: proteinase K, PL: phospholipids, Plm: plasmin, Plgn: plasminogen, Procoag.: Limulus amoebocyte lysate procoagulin, SK: streptokinase, SK-PI: streptokinase-plasminogen complex or streptokinase-plasmin complex.

[0021] Figures 3A-3F illustrate switchable solvation perturbation by supramolecular complexation. Figure 3A illustrates the principle of using supramolecular host-guest chemistry to control the solvation perturbation activity of [B12H12] 2-via an enthalpy-driven reaction. Figure 3B shows isothermal titration calorimetric results of Na2B12H12 and 2-hydroxypropyl-γ-cyclodextrin (2HPγCD) . (Top) Raw ITC data for 27-injection of 10 mM Na2B12H12 into 1mM 2HPγCD. (Bottom) The calorimetric trace of 10 mM Na2B12H12 titrated into 1 mM 2HPγCD. Figure 3C shows microscale thermophoretic results of the interaction of constant concentration of AF594-Fab with varying concentrations of IgG in the presence of 0.25 M Figure 3D shows cooking of egg whites at 90℃ (as in Figure 3E) in the presence of [B12H12] 2-, [B12H12] 2-diluted with water, and [B12H12] 2-with added 2HPγCD to reinstate cooking. Figure 3E illustrates the reaction-diffusion modulation with system using rapid antigen test, as in Figure 2G. The control line appears more intense compared to an equal concentration of [B12H12] 2-. Figure 3F shows multi-round switchable modulation of enzyme system activities; as in Figure 3F N=3 replicates were performed for test and each rounds of measured enzyme activity rates were averaged before comparing to the control activities as a ratio.

[0022] Figures 4A-4G illustrate biomedical and biotechnological applications. Figure 4A illustrates a landscape of anticoagulants where mechanistically-related antidotes are available. Figure 4B illustrates the dose-dependent tuning of human plasma coagulation progress thrombin enzyme activity readout. Figure 4C illustrates the multiround switching of human plasma coagulation rate with [B12H12] 2- / 2HPγCD system. Figure 4D illustrates reversible human plasma anticoagulation. Tubes of human plasma were first pre-incubated with silica to activate coagulation at 37℃, followed by dilution with normal saline (NS, indicated by “dil. ” subscript) or 2HPγCD solution with further incubation. Successful clotting is indicated by the silica (SiO2 with arrowheads in yellow) not falling to the meniscus of the plasma for the control and 2HPγCD-recovered [B12H12] 2-unlike the other samples. Figure 4E illustrates the linkage between the coupled Onsager’s fluxes of protein probes (antibodies in this case, Y-shaped red logos) and the achievable signal intensity within a given region in a tissue (illustrated for a mouse brain in the figure) . The quantity ofprobe entering a given volume is determined by the possible paths the probes can take to reach it, starting from the tissue surface as the boundary condition. The flux reaching the volume of interest along these paths is dependent on the density of fixed antigens (red dots) that could deplete the diffusive flux. Figure 4F illustrates the experimental setup; two paraformaldehyde-fixed whole mouse brains where preprocessed identically and stained with 3 primary antibodies and their secondary antibody Fab fragments in PBS (control, 4 days) or in PBS with [B12H12] 2-for 3 days then in PBS with 2HPγCD for 1 day. The whole mouse brains were then washed, turned transparent, and imaged with a light-sheet microscope. The top panel of Figure 4G shows a middle slice of the whole z-stack image of both mouse brains from the corresponding groups in Figure 4F. The [B12H12] 2- / 2HPγCD group shows enhanced penetration of all 3 primary antibodies and their secondary antibodies. The bottom panel of Figure 4G shows an x-z reslice of the image volumes, illustrated by the two images on the left and matched by the two corresponding reference images from the Human Protein Atlas on the right, indicating that antibody specificity and function was maintained despite in a complex tissue environment for the [B12H12] 2- / 2HPγCD group.

[0023] Figure 5 shows experimental results of an in vitro experiment where nucleic acids digestion by the corresponding nuclease can be inhibited by [B12H12] 2-and subsequently reactivated by the addition of 2HPγCD. In both cases, the nucleic acid was digested in the first stage in the presence of salt (denoted as NaCl) or Na2B12H12 (denoted as INSA) for a certain duration at a certain temperature, followed by the addition of a certain stock solution of2HPγCD (denoted as+INSB) or water as a control for simple dilution (denoted as+H2O) , where there is no complexation effect, and the reaction was allowed to proceed for another certain duration at a certain temperature. The amount of2HPγCD stock added corresponds to a 1: 1 molar amount of the Na2B12H12 in each group and analogously for the NaCl groups as a control. Ctrl 1 is the non-digested nucleic acid control, and Ctrl 2 is the digested mixture in standard reaction buffer after the two-stage incubation. The number below each group’s black line indicates the dilutional fold of the stock solutions of INSA (where 1 is 0.25M Na2B12H12 in water) , NaCl (where 1 is 0.5M NaCl in water) , and INSB (where 1 is 0.25M 2HPγCD in water) . The amount of2HPγCD stock added corresponds to a 1: 1 molar amount of the Na2B12H12 in each group and analogously for the NaCl groups as a control. The left panel shows the experimental results where total yeast RNA was digested by RNase A (at final concentration of 1mU / ml) from bovine pancreas. The digestions proceeded for 7 minutes at room temperature for both stages. The middle panel shows the experimental results where lambda phage genomic DNA was digested by DNase I (at final concentration of 1U / μl) from bovine pancreas. The digestions proceeded for 10 minutes at 37℃ for both stages. The right panel shows the experimental results where lambda phage genomic DNA was digested by human DNase II (at final concentration of 1U / μl) from a recombinant source. The digestions proceeded for 10 minutes at 37℃ for both stages. For the case of DNase II, the lithium salt of [B12H12] 2-and was used in INSA and LiCl was used in the salt control group (denoted as LiCl) instead of NaCl, since Na+ions were found to significantly inhibit DNase II activities.

[0024] Figures 6A-6B illustrate the inhibition of Exonuclease I by [B12H12] 2-. Figure 6A shows ssDNA was digested by exonuclease I (10 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 6B shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0025] Figures 7A-7B illustrate the inhibition ofλexonuclease by [B12H12] 2-. Figure 7A showsλDNA-HindIII Digest was digested byλexonuclease (2.5 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 7B shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0026] Figures 8A-8B illustrate the inhibition of DNase I by [B12H12] 2-. Figure 8A shows λDNA-HindIII Digest was digested by DNase I (0.5 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 8B shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0027] Figures 9A-9B illustrate the inhibition of DNase II by [B12H12] 2-. Figure 9A showsλDNA-HindIII Digest was digested by DNase II (0.5 U / 10μL reaction) in serial dilution of Li2B12H12 or LiCl. Figure 9B shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0028] Figures 10A-10B illustrate the inhibition of MNase by [B12H12] 2-. Figure 10A showsλDNA was digested by MNase (1 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 10B shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0029] Figures 11A-11B illustrate the inhibition of HindIII restriction enzyme by [B12H12] 2-. Figure 11A showsλDNA was digested by HindIII (10 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 11B shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0030] Figures 12A-12C illustrate the inhibition of RNase A by [B12H12] 2-. Figure 12A shows RNase A activity titration with ssRNA as the substrate. Figure 12B shows ssRNA was digested by RNase A (1 mU / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 12C shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0031] Figures 13A-13C illustrate the inhibition of RNase B by [B12H12] 2-. Figure 13A shows RNase B activity titration with ssRNA as the substrate. Figure 13B shows ssRNA was digested by RNase B (0.1 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 13C shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0032] Figures 14A-14C illustrate the inhibition of RNase C (RNase III) by [B12H12] 2-. Figure 14A shows RNase III activity titration with dsRNA ladder as the substrate. Figure 14B shows dsRNA ladder was digested by RNase III (0.1 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 14C shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0033] Figures 15A-15C illustrate the inhibition of RNase I by [B12H12] 2-. Figure 15A shows RNase I activity titration with ssRNA as the substrate. Figure 15B shows ssRNA was digested by RNase I (1 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 15C shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0034] Figures 16A-16B illustrate the inhibition of RNase T1 by [B12H12] 2-. Figure 16A shows RNase T1 activity titration with ssRNA as the substrate. Figure 16B shows ssRNA was digested by RNase T1 (1 U / 10μL reaction) in serial dilution of K2B12H12 or KCl. Figure 16B shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended conditions with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0035] Figures 17A-17C illustrate the inhibition of RNase IV by [B12H12] 2-. Figure 17A shows RNase IV activity titration with denatured tRNA as the substrate. Figure 17B shows denatured tRNA was digested by RNase IV (25 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 17C shows [B12H12] 2--induced inhibition ofnuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0036] Figures 18A-18C illustrate the inhibition of RNase T2 by [B12H12] 2-. Figure 18A shows RNase T2 activity titration with ssRNA as the substrate. Figure 18B shows ssRNA was digested by RNase T2 (2.5 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 18C shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0037] Figures 19A-19B illustrate the inhibition of Nuclease P1 by [B12H12] 2-. Figure 19A shows ssRNA was digested by Nuclease P1 (0.5 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 19B shows [B12H12] 2--induced inhibition ofnuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0038] Figures 20A-20C illustrate the inhibition of RNase H by [B12H12] 2-. Figure 20A shows RNase H activity titration with RNA-DNA hybrid as the substrate. Figure 20B shows RNA-DNA hybrid was digested by RNase H (5 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 20C shows [B12H12] 2--induced inhibition ofnuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0039] Figures 21A-21C illustrate the inhibition of RNase U2 by [B12H12] 2-. Figure 21A shows RNase U2 activity titration with tRNA as the substrate. Figure 21B shows tRNA was digested by RNase U2 (20 U / 10μL reaction) in serial dilution of Na2B12H12 or NaCl. Figure 21C shows [B12H12] 2--induced inhibition of nuclease activity was reversed in same molar ratio ofγCD. The dilution starting and ending concentrations were as labelled in millimolar. +indicates positive control (substrate digested in recommended condition with no additional additives) , -indicates negative control (nuclease-free) , and M indicates DNA ladder marker.

[0040] Figures 22A-22F illustrate pan-inhibition of DNases by [B12H12] 2-. All dilution steps were two-fold, the dilution starting and ending concentrations were as labelled. +indicates positive control (DNA substrate digested in recommended buffer with no additional additives) and-indicates negative control, where no nuclease is added to the reaction mixture. Inhibition of DNA digestion by Exonuclease I from E. coli (Figure 22A) , λexonuclease (Figure 22B) , human DNase I (Figure 22C) , human DNase II (Figure 22D) , Micrococcal nuclease (Figure 22E) , and HindIII restriction endonuclease (Figure 22F) .

[0041] Figures 23A-23J illustrate pan-inhibition of RNases by [B12H12] 2-. All dilution steps were two-fold. +indicates positive control (RNA substrate digested in recommended buffer with no additional additives) and-indicates negative control, where no nuclease is added to the reaction mixture. Inhibition of RNA digestion by RNase A (Figure 23A) , RNase B(Figure 23B) , RNase C (also known as RNase III) (Figure 23C) , RNase I (Figure 23D) , RNase 4 (Figure 23E) , RNase T1 (Figure 23F) , RNase T2 (Figure 23G) , Nuclease P1 (Figure 23H) , Nuclease H (Figure 23I) , and RNase U2 (Figure 23J) .

[0042] Figures 24A-24B show that [B12H12] 2-preservesλDNA and MS2 RNA in human plasma at room temperature. PlasmaλDNA levels were measured at various time-points (0, 1, 7 and 14 days) by real-time PCR (n=3) (Figure 24A) . Final plasma concentration of [B12H12] 2-is 0.25 M, and the initialλDNA spike-in concentration in plasma is as indicated. A circle represents an individual Ct value, while bars represent group mean±SD. Plasma MS2 ssRNA levels were measured at various time-points (0, 1, 3, 7 and 14 days) by real-time PCR(n=3) (Figure 24B) . Final plasma concentrations of [B12H12] 2-, SUPERase. In and RNase inhibitor are 0.25 M, 2U / μL and 4U / μL, respectively. The initial MS2 ssRNA spike-in concentration in plasma is as indicated. A circle represents an individual Ct value, while bars represent group mean±SD.

[0043] Figures 25A-25B show that [B12H12] 2-preservesλDNA and MS2 RNA in human urine at room temperature. UrineλDNA levels were measured at various time-points (0, 1, 3, 7 and 14 days) by real-time PCR (n=3) (Figure 25A) . Final urine concentration of [B12H12] 2-is 0.25 M, and the initialλDNA spike-in concentration in urine is as indicated. Acircle represents an individual Ct value, while bars represent group mean±SD. Plasma MS2 ssRNA levels were measured at various time-points (0, 1, 3, 7 and 14 days) by real-time PCR (n=3) (Figure 25B) . Final urine concentrations of [B12H12] 2-, SUPERase. In and RNase inhibitor are 0.25 M, 2U / μL and 4U / μL, respectively. The initial MS2 ssRNA spike-in concentration in urine is as indicated. A circle represents an individual Ct value, while bars represent the group mean±SD.

[0044] Figures 26A-26D show the effects of Na2B12H12 on the extraction of nucleic acids. Quantified extraction efficiency of DNA spiked into human plasma. n. s., not significant by unpaired two-tailed Student’s t-test (Figures 26A and 26B) . Quantified extraction efficiency of DNA spiked into human plasma (Figures 26C and 26D) . ****: P<0.0001 by unpaired two-tailed Student’s t-test.

[0045] DETAILED DISCLOSURE OF THE INVENTION

[0046] Selected Definitions

[0047] As used herein, the singular forms “a” , “an” and “the” are intended to include the plural forms as well, unless the context clearly indicates otherwise. Furthermore, to the extent that the terms “including” , “includes” , “having” , “has” , “with” , or variants thereof are used in either the detailed description and / or the claims, such terms are intended to be inclusive in a manner similar to the term “comprising” . The transitional terms / phrases (and any grammatical variations thereof) “comprising” , “comprises” , “comprise” , “consisting essentially of” , “consists essentially of” , “consisting” and “consists” can be used interchangeably.

[0048] The term “about” means within an acceptable error range for the particular value as determined by one of ordinary skill in the art, which depends in part on how the value is measured, i.e., the limitations of the measurement system. In the context of compositions containing amounts of ingredients where the terms “about” are used, these compositions contain the stated amount of the ingredient with a variation (error range) of0-10%around the value (X±10%) . In other contexts, the term “about” is providing a variation (error range) of 0-10%around a given value (X±10%) . As is apparent, this variation represents a range that is up to 10%above or below a given value, for example, X±1%, X±2%, X±3%, X±4%, X±5%, X±6%, X±7%, X±8%, X±9%, or X±10%.

[0049] In the present disclosure, ranges are stated in shorthand to avoid having to set out at length and describe each and every value within the range. Any appropriate value within the range can be selected, where appropriate, as the upper value, lower value, or the terminus of the range. For example, a range of 0.1-1.0 represents the terminal values of 0.1 and 1.0, as well as the intermediate values of 0.2, 0.3, 0.4, 0.5, 0.6, 0.7, 0.8, 0.9, and all intermediate ranges encompassed within 0.1-1.0, such as 0.2-0.5, 0.2-0.8, 0.7-1.0, etc. Values having at least two significant digits within a range are envisioned, for example, a range of 5-10 indicates all the values between 5.0 and 10.0 as well as between 5.00 and 10.00 including the terminal values. When ranges are used herein, combinations and subcombinations of ranges (e.g., subranges within the disclosed range) and specific embodiments therein are explicitly included.

[0050] By “reduces” is meant a negative alteration of at least 1%, 5%, 10%, 25%, 50%, 75%, or 100%.

[0051] By “increases” is meant as a positive alteration of at least 1%, 5%, 10%, 25%, 50%, 75%, or 100%.

[0052] The subject invention relates to a composition for preserving a biological fluid sample, where the composition comprises a boron compound, and optionally an anticoagulant and a solvent. In preferred embodiments, the boron compound comprises a boron cluster compound; wherein the boron cluster compound has formula: [B12X12] 2-.

[0053] In some aspects, the boron cluster compound has a closo, nido, arachno, hypho, hypercloso, or conjuncto cluster type. In some embodiments, the boron cluster can carry charges ranging from neutral, -1, or-2. In preferred embodiments, the charge of the boron cluster compound is-2. In some embodiments, the boron cluster compound has a cluster of6, 7, 8, 9, 10, 11, or 12 atoms per cluster. In more preferred embodiments, the boron cluster compound has 12 atoms per cluster. In most preferred embodiments, the boron cluster compound is a closo-dodecahydrododecaborate ion having formula [B12H12] 2-.

[0054] The boron cluster compound of the subject invention inhibits non-specifically, globally, non-denaturatively, and non-destructively, any protein-mediated chemical or biochemical functions, including specific or non-specific binding, biochemical reactions such as metabolic reactions and protein modifications, and associated consequential transport or localization phenomena such as diffusion, advection, or compartmentalization of certain proteins to form liquid-liquid phase condensates.

[0055] In some embodiments, the boron cluster contains 1, 2, or more atoms that are not a boron atom. In preferred embodiments, at least one atom that is not a boron atom is selected from the group consisting of carbon, sulfur, nitrogen, germanium, tin, lead and phosphorus. In a more preferred embodiment, at least one atom that is not a boron atom is carbon.

[0056] In a further embodiment the boron cluster is a metallacarborane. In a preferred embodiment, at least one transition metal atom is selected from the group consisting of Cu, Co, Fe, and Ni. In some embodiments, one or more hydrogen atoms of the boron cluster compound are replaced by a covalently bonded substituent.

[0057] In some embodiments, a covalently bonded substituent to the one or more hydrogen atoms of the boron cluster compound is selected from the group consisting of:

[0058] (1) halogen;

[0059] (2) pseudohalogen;

[0060] (3) -NR1R2group, wherein R1 and R2 independently of one another represent H, alkyl, aryl, heteroaryl or heteroalkyl;

[0061] (4) -N+R1R2R3group, wherein R1, R2 and R3 independently of one another represent H, alkyl, aryl, heteroaryl or heteroalkyl;

[0062] (5) hydroxy;

[0063] (6) -OR4group, wherein R4 represents alkyl, aryl, heteroaryl or heteroalkyl;

[0064] (7) -O+R4R5 or-S+R4R5 group, wherein R4 and R5 independently of one another represent alkyl, aryl, heteroaryl or heteroalkyl;

[0065] (8) alkyl group;

[0066] (9) cycloalkyl group;

[0067] (10) (per) fluoroalkyl group;

[0068] (11) alkenyl group;

[0069] (12) alkynyl group;

[0070] (13) aryl group;

[0071] (14) heteroaryl group;

[0072] (15) -C (=O) OR6 group, wherein R6 represents H, an alkyl, aryl, heteroalkyl, heteroaryl or boranyl group;

[0073] (16) -C (O) R6 group, wherein R6 represents H, an alkyl, aryl, heteroalkyl, heteroaryl or boranyl group;

[0074] (17) an acid derivative, such as acid amides, imides, ureas, thioureas, guanidine and their derivatives thereof, wherein the hydrogens on the nitrogen atoms are replaced with groups independently selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;

[0075] (18) -SR7 group; wherein R7 represents H, alkyl or aryl,

[0076] (19) -SSR8 group, wherein R8 represents alkyl, aryl or boranyl,

[0077] (20) -SeR9 group, wherein R9 represents alkyl, aryl or heteroaryl,

[0078] (21) -TeR9 group, wherein R9 represents alkyl, aryl or heteroaryl;

[0079] (22) -C (S) R10 group, wherein R10 represents alkyl or aryl;

[0080] (23) -BR11R12 group, wherein R11 and R12 independently of one another represent alkyl, aryl or heteroaryl;

[0081] (24) -B-R13R14R15 group, wherein R13, R14 and R15 independently of one another represent H, alkyl, aryl, heteroaryl or heteroalkyl;

[0082] (25) guanidinium;

[0083] (26) a sugar derivative selected from the group consisting of glucoside, galactoside, fructoside, mannoside, and their alkylated, aminated, and acetamido modified derivatives;

[0084] (27) -P (O) (OR16) R17 group, and wherein R16 and R17 independently of one another represent H, alkyl, aryl, heteroaryl or heteroalkyl; R17 can be a fluorinated alkyl, aryl or heteroaryl;

[0085] (28) -SiR18R19R20 group, and-Ge18R19R20 wherein R18, R19 and R20 independently of one another represent H, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, hydroxy or alkoxy; and

[0086] (29) hydrogen.

[0087] In preferred embodiments, the covalently bonded substituent is selected from a list consisting of halogen, hydroxy, cyano, carboxy, amino and-N+R1R2R3, wherein R1, R2 and R3 independently of one another represent H, alkyl, aryl, heteroaryl or heteroalkyl.

[0088] In other aspects, the subject invention relates to a method for preserving a biological fluid sample, where the method comprises contacting the biological fluid sample with a composition, where the composition is formulated to stabilize and preserve analytes within the sample, wherein the composition comprises a boron compound, optionally an anticoagulant, and optionally a solvent. In preferred embodiments, the boron compound of the subject invention comprises a boron cluster compound; wherein the boron cluster compound has formula: [B12X12] 2-, as described above. In preferred embodiments, the solvent includes, but is not limited to, water, dimethylsulfoxide, methanol, ethanol, or isopropanol.

[0089] In preferred embodiments, the boron cluster compounds, being weakly coordinating superchaotropes, can globally inhibit macromolecular interactions, and by extension, the consequential reactions, modifications, localization, transport, gelation, and coagulation. In further embodiments, unlike conventional chaotropes, co-solutes, or detergents, such as urea, guanidinium, thiocyanates, and sodium dodecyl sulphate, the inhibition does not come with denaturation ofproteins.

[0090] In more preferred embodiments, the stabilizing activity of the boron cluster compound on an analyte can be turned off when the boron cluster compound is complexed with a supramolecular host molecule, such as gamma-cyclodextrin or its derivatives. Accordingly, the stabilizing activity of the boron cluster compounds can be turned on and off on-demand, effectively freezing the sample in the middle of a certain reaction and reinstating the reaction as needed.

[0091] In preferred embodiments, all biochemical reactions can be tuned off upon the addition of boron cluster compounds. Due to the chemical and biochemical inertness of boron clusters, they do not react with the analytes. Upon storage, transport, and preparation of the sample for testing, the stabilizing effect of the boron cluster can be reversed, or the boron cluster can be extracted with a solid phase-supported supramolecular host molecule. Afluid sample can thus be returned to its state at the point of collection with no modification of any of its components, ensuring little downstream interferences to the subsequent analytical procedures.

[0092] This method provides optimal preservation of sensitive analytes, such as ACTH, plasma renin activity, nucleic acid sequences, such as RNA and DNA, proteomics fractions, and is minimally destructive for the sample components.

[0093] In certain embodiments, the analyte comprises one or more nucleic acids. In preferred embodiments, the analyte comprises DNA. In certain embodiments, the nuclease comprises one or more DNases.

[0094] In certain embodiments, the nuclease includes, but is not limited to, DNase I, DNase 1L3, DNase II, λExonuclease, Exonuclease I, Thermolabile Exonuclease I, Msz Exonuclease I, Exonuclease T, Exonuclease VII, RecJf, Mung Bean Nuclease, Nuclease P1, Exonuclease III, T7 Exonuclease, Exonuclease V (RecBCD) , Exonuclease VIII, T5 Exonuclease, DNase I-XT, Duplex DNase, Micrococcal Nuclease, as well as nucleases as yet to be identified in the biological sample. One or more nucleases can be present in the biological fluid sample.

[0095] In further embodiments, the nuclease may comprise one or more RNases, including, but not limited to, RNase A, RNase B, RNase I, RNase 4, RNase T2, RNase U2, Nuclease P1, RNase H, RNase III, RNase L, RNase PhyM, RNase T1, RNase V, RNase E, RNase, G, Polynucleotide Phosphorylase (PNPase) , PH, D, T, Oligoribonuclease, Exoribonuclease I, or Exoribonuclease II. One or more nucleases can be present in the biological fluid sample.

[0096] In other aspects, the dodecahydro-closo-dodecaborate ions, [B12H12] 2-is a broad-spectrum nuclease inhibitor combining weakly coordinating and superchaotropic properties, which allow universal inhibition of antibody-antigen interactions without protein denaturation, which renders it applicable for engineer macromolecular transport phenomena for deep and uniform three-dimensional immunohistochemistry. In addition, being [B12H12] 2-exceptionally inert, can be bio-orthogonally removed with size-matched supramolecular hosts, such asγ-cyclodextrin (γCD) derivatives. In preferred embodiments, [B12H12] 2-prevents the associative interaction between nucleases and nucleic acids, wherein the consequential enzyme-catalyzed hydrolytic reaction can be inhibited. In further embodiments, the non-perturbative nature of [B12H12] 2-allows it to be removed immediately on demand, minimizing any analytical interferences.

[0097] In embodiments, the addition of [B12H12] 2-to the biological fluid sample inhibits DNA degradation by the one or more nucleases. In preferred embodiments, the biological fluid sample with added [B12H12] 2-can be stored or transported at room temperature for up to about 14 days without DNA degradation. In preferred embodiments, [B12H12] 2-is added to the biological fluid sample at a final concentration of up to about 250μM. In certain embodiments, [B12H12] 2-inhibits DNA degradative processes and promotes DNA releases from plasma proteins.

[0098] In embodiments, the inhibition of nucleases produced by a given amount of [B12H12] 2-can be reversed by adding an equimolar or an excess amount of gamma-cyclodextrin or its derivatives, thus reinstating DNA digestion for all enzymes. In other embodiments, the [B12H12] 2-can be extracted from the biological fluid sample by adding a free supramolecular host molecule, or a solid phase-supported supramolecular host molecule, such as gamma-cyclodextrin and / or its functionalized derivatives.

[0099] In preferred embodiments, the composition of the subject invention can be completely removed using an optional, highly specific extraction system, and hence ensure minimal downstream assay interferences and the generality of the approach. The boron cluster compound can be specifically and efficiently removed with supramolecular host molecules that complexes and negates its effects, which can be made further convenient when these supramolecular host molecules (such as gamma-cyclodextrin and its functionalized derivatives) can be immobilized on solid support or solidified, and can then be removed with physical means, such as centrifugation, sedimentation, flocculation, magnetic separation, extraction, precipitation, or a combination of these methods. In preferred embodiments, the supramolecular host molecule can be or possess a functionality that is a cyclodextrin, cucurbituril, calixarene, cyclophane, cryptand, cryptophane, a chemical derivative of any thereof, or an oligomer with anion associating repeating units. Exemplary complexing agents include, but are not limited to, hexakis-β-glucopyranose (α-cyclodextrin) , heptakis-β-glucopyranose (β-cyclodextrin) , and octakis-β-glucopyranose (γ-cyclodextrin) , wherein independently one or more hydroxy group is optionally replaced with amino, methoxy, (2-hydroxy) propoxy, sulphato, guanidino, phospha, acetamido, azido, bromo, iodo, chloro, toluenesulfonyl, thiol, succinyl, phosphato, 4-sulfatobutoxy, carboxymethoxy or (2-aminoethyl) amino group.

[0100] In more preferred embodiments, the supramolecular host molecule is gamma-cyclodextrin or its derivatives, including, but not limited to, random methylated gamma-cyclodextrin, 2, 3-O-dimethylated gamma-cyclodextrin, 2, 3, 6-O-trimethylated gamma-cyclodextrin, random 2-hydroxypropyl-gamma-cyclodextrin (2HPγCD) , octakis (6-deoxy-6-amino) -gamma-cyclodextrin, mono (6-deoxy-6-amino) -gamma-cyclodextrin. In most preferred embodiments, the supramolecular host molecule is 2HPγCD.

[0101] In preferred embodiments, the boron cluster compound of the subject invention at a concentration in the a biological fluid sample of up to about 250μM, only minimally affects cell membrane integrity and cell viability but can facilitate metabolite transport, suggesting that minimal disruptions would not cause the leakage of proteins, nucleic acids, or other macromolecules across the membrane where the biological fluid sample may contain intact cells, as the leakage of these bioanalytes would affect the test precision of extracellular fluid sample analyte measurements.

[0102] In preferred embodiments, when the boron cluster compound is charged, it can be used in the form of various organic or inorganic salts, including, but not limited to, pure or mixed salts formed with monoatomic cations, which are cations from the main group, transition metal, or lanthanide elements, or pure or mixed salts formed with polyatomic cations, which include, but are not limited to, ammonium and its substituted derivatives, guanidinium and its substituted derivatives, dimercury ion, phosphonium ions and their substituted derivatives, cation forms of amino acids, and sandwich compound cations (such as but not limited to ferrocenium) .

[0103] In some embodiments, the boron cluster compound can be used as a double salt with other anions, including, but not limited to, halide ions, pseudohalogen anions (cyanide, cyanate, thiocyanate) , perchlorate, chlorate, bromate, iodate, hydroxide, carbonate, bicarbonate, nitrate, sulphate, hydrogen sulphate, thiosulphate, phosphate, hydrogen phosphate, dihydrogen phosphate, arsenate, arsenite, aluminate, selenate, tungstate, molybdate, borates, other boron clusters, oxalate, carboxylates (such as but not limited to formate, acetate, trifluoroacetate, trichloroacetate, propionate, butyrate, oxalate, malonate, fumarate, malate, maleate, glutarate, EDTA) , phosphonates, alkylsulphonates, alkylsulphates, anion forms of amino acids, tetrafluoroborate, complex salts (such as but not limited to polyhalogeno complexed metals or non-metals, examples being tetrachloroferrate, hexacyanoferrate, hexafluorophosphate, hexachloroantimonate, hexachlororuthenate) , and where the complementing cations are as described above.

[0104] Due to the inertness of the boron cluster compounds, they can also be admixed with other biological fluid sample protective agents currently in use the market, such as within the categories of fixatives, antimicrobials, nuclease inhibitors, protease inhibitors, enzyme inhibitors, chelating agents, metabolic inhibitors, protective agents, or any combinations thereof.

[0105] Fixative agents may include, but are not limited to, a formaldehyde releaser, such as diazolidinyl urea, imidazolidinyl urea, dimethoylol-5, 5dimethylhydantoin, dimethylol urea, 2-bromo-2. -nitropropane-1, 3-diol, oxazolidines, sodium hydroxymethyl glycinate, 5-hydroxymethoxymethyl-1-1aza-3, 7-dioxabicyclo [3.3.0] octane, 5-hydroxymethyl-1-1aza-3, 7dioxabicyclo [3.3.0] octane, 5-hydroxypoly [methyleneoxy] methyl-1-1aza-3, 7dioxabicyclo [3.3.0] octane, quaternary adamantine, and any combination thereof.

[0106] Enzyme inhibitors may include, but are not limited to, diethyl pyrocarbonate, ethanol, aurintricarboxylic acid (ATA) , glyceraldehydes, sodium fluoride, ethylenediamine tetraacetic acid (EDTA) , formamide, vanadyl-ribonucleoside complexes, macaloid, heparin, hydroxylamine-oxygen-cupric ion, bentonite, ammonium sulfate, dithiothreitol (DTT) , beta-mercaptoethanol, cysteine, cystine, dithioerythritol, tris (2-carboxyethyl) phosphene hydrochloride, a divalent cation such as Mg+2, Mn+2, Zn+2, Fe+2, Ca+2, Cu+2 and actinomycin D, alpha-Amanitin (alpha-Amanitin) , fusidic (Flavopiridol) , DRP (5, 6-dichloro-1-beta-D-ribofuranosyl-1H-benzimidazole) , triptolide (triptolide) , and any combination thereof.

[0107] Metabolic inhibitors may include, but are not limited to, glyceraldehyde, dihydroxyacetone phosphate, glyceraldehyde 3-phosphate, 1, 3-bisphosphoglycerate, 3-phosphoglycerate, 2-phosphoglycerate, phosphoenolpyruvate, pyruvate and glycerate dihydroxyacetate, sodium fluoride, K2C2O4and any combination thereof.

[0108] Protective agents may include a metabolic inhibitor including, but not limited to, glyceraldehyde, dihydroxyacetone phosphate, glyceraldehyde 3-phosphate, 1, 3-bisphosphoglycerate, 3-phosphoglycerate, 2-phosphoglycerate, phosphoenolpyruvate, pyruvate and glycerate dihydroxyacetate, sodium fluoride, K2C2O4, and any combination thereof.

[0109] Protective agents may also include one or more protease inhibitors including, but not limited to, anti-protease, aprotinin, chymostatin, elastase inhibitor (elasstatin) , phenylmethylsulfonyl fluoride (PMSF) , APMSF, TLCK, TPCK, leupeptin, soybean trypsin inhibitor, indoleacetic acid (IAA) , E-64, pepstatin, VdLPFFVDL, EDTA, 1, 10-phenanthroline, phosphoramidon, amastatin, ubenix (bestatin) , pepstatin A, pepstatin B, alpha-2-macroglobulin, lima bean trypsin inhibitor, egg white statin (egg white ovostatin) , egg white cystatin, doxycycline, sulfasalazine, curcumin, homocysteine, 6-aminocaproic acid, doxycycline hydrochloride, minocycline (HCl) , nicotinamide, chitosan, lysine amide, lysine, cysteine, phytic acid, b-sitosterol, C-AMP, polylysine low MW, biochanin A, demeclocycline, Chlortetracycline, Oxytetracycline, cyclohexanamide, rifampin (Rifammpicin) , soy milk, Suramin, N-butyric acid, Penicillamine, N-acetyl cysteine, benzamidine, AEBSF, antipain, elastatinal, diprotin A, diprotin B, pancreatic protease inhibitor, and any combination thereof.

[0110] Protective agents may further include, but are not limited to, a phosphatase inhibitor selected from the group consisting of: calyx spongio-carcinogenin a (calyculin a) , nodulin (nodularin) , NIPP-1, microcystin LR (microcystin LR) , tautomedin (tautomycin) , okadaic acid (okadaic acid) , cantharidin (cantharidin) , microcystin LR, okadaic acid, forstericin (fosstricin) , tautomerin, cantharidin, endothecium (endothiall) , nodulin, cyclosporine a (cyclosporin a) , FK 506 / immunoaffinity complex, cypermethrin (cypermethrin) , deltamethrin (fenvalerate) , fenvalerate (fenvalerate) , bpV (phen) , desloratadine (dephosphoratin) , dephostatin, mpV (pic) DMHV, sodium vanadate, and any combination thereof.

[0111] Anticoagulants may include, but are not limited to, ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) and salts thereof, Ethylene Glycol Tetraacetic Acid (EGTA) and salts thereof, hirudin (hirudin) , heparin, citric acid, citrate, oxalic acid, oxalate, Acid Citrate Dextrose (ACD) , citrate-theophylline-adenosine-dipyridamole (CTAD) , citrate-pyridoxal-phosphate-tris, heparin-β-hydroxy-ethyl-theophylline, polyanetholsulfonate (polyanethol sulfonate) , sodium fluoride, heparin sodium, thrombin, and PPACK (D-phenylalanyl-L-prolyl-L-arginine chloromethyl ketone) , and any combination thereof.

[0112] It will be appreciated that the above is by way of illustration only. Other ingredients may be employed in any of the compositions disclosed herein, as desired, to achieve the desired resulting characteristics. Examples of other ingredients that may be employed include, but are not limited to, antibiotics, anesthetics, antihistamines, preservatives, surfactants, antioxidants, pharmacological agents for specific enzyme inhibition, unconjugated bile acids, mold inhibitors, nucleic acids, pH adjusters, osmolarity adjusters, alpha-cyclodextrin or a functionalized derivative thereof, beta-cyclodextrin or a functionalized derivative thereof, or any combination thereof.

[0113] In preferred embodiments, the method of the subject invention can be applied to a range of biological sample fluids, including, but not limited to, blood, serum, plasma, urine, tears, sweat, cerebrospinal fluid, saliva, gastric lavage fluid, bronchoalveolar lavage fluid, vaginal fluid, semen, vesicle fluid, pleural fluid, peritoneal fluid, peritoneal dialysis fluid, pericardial fluid, drained pus, purulent discharge, cyst fluids, bile, hemorrhagic collection, necrotic collection, abnormal discharges from the human body, sputum, nasal discharge, nasopharyngeal aspirates, stool, fine needle aspirates, endometrial aspirates, amniotic fluid, cord blood, mouthwash, wound wash, lymph, chyle, wound discharges, ear discharge, aqueous humour, and vitreous humour.

[0114] The fluid may be collected in any standard containers, made ofplastic, polymer, metal, or glass, or a composite mixture of these materials.

[0115] MATERIALS AND METHODS

[0116] Materials

[0117] Chemicals and reagents

[0118] Sodium dodecahydro-closo-dodecaborate ( [B12H12] 2-) was procured from Katchem (Cat. no. 257) and used without further purification, while 2-hydroxypropyl-γ-cyclodextrin was obtained from Cyclolab (Cat. no. 38) , Cyclodextrin Shop (Cat. no. CDexG-075) , or Sigma Aldrich (Cat. no. 779229) . TB Premix Ex TaqTM (Tli RNaseH Plus) (cat no. RR420) and One-Step TB PrimeScriptTM RT-PCR Kit II (Perfect Real Time) (cat no. RR086) were purchased from Takara Bio.

[0119] Exonuclease I (E. coli) (cat no. M0293) , λexonuclease (cat no. M0262S) , HindIII restriction endonuclease (cat no. R3104S) , Nuclease P1 (cat no. M0660S) , and Ribonuclease IV (cat no. M1284L) were purchased from New England Biolabs. Deoxyribonuclease I (cat no. EN0521) , Ribonuclease A (cat no. R1253) , Ribonuclease I (cat no. EN0602) , and Ribonuclease III (cat no. AM2290) were purchased from Thermo Fisher Scientific. Deoxyribonuclease II was purchased from MedChemExpress (cat no. HY-P2863) . Micrococcal Nuclease (cat no. LS004798) , Ribonuclease T2 (cat no. LS01502) , and Ribonuclease U2 (cat no. LS01520) were purchased from Worthington Biochemical. Ribonuclease B was purchased from RayBiotech (cat no. P61823) . Ribonuclease H was purchased from Qiagen (cat no. Y9220L) . RNase inhibitor was purchased from Molecular Cloning Laboratories (cat no. RNIN200) . SUPERase·InTM RNase Inhibitor was purchased from Thermo Fisher Scientific (cat no. AM2694) .

[0120] λDNA-HindIII Digest (cat no. N3012) and dsRNA Ladder (cat no. N0363S) were purchased from New England BioLabs. λDNA was purchased from Takara Bio (cat no. 3010) . ssRNA was purchased from Millipore (cat no. 55714) . tRNA (cat no. 10109495001) and MS2 single-stranded RNA genome (cat no. 10165948001) were purchased from Roche.

[0121] Reaction buffers including 10×NEBuffer r1.1 (cat no. B6001S) , 10×NEB 2.1 buffer (cat no. B7202S) , and 10×Nuclease P1 Reaction Buffer (cat no. B0660S) were purchased from New England Biolabs. 10×RNase III Reaction Buffer (cat no. AM4019G) and 20×SSC buffer (cat no. AM4019G) were purchased from Thermo Fisher Scientific. 10×RNase H buffer was purchased from Qiagen (cat no. B9220L) . 50×TAE buffer was purchased from Phygene Biotechnology (cat no. LA0612) . 10×TBE buffer was purchased from Bioss Antibodies (cat no. C1056) . Super GelRedTM was purchased from US Everbright (cat no. S2001) .

[0122] Methods

[0123] Exo I (Exonuclease I, E. coli) activity was measured using a～50 nt-long single-stranded DNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1×NEB 2.1 buffer, 1μg of single-stranded DNA, and 10-20 U Exo I. The reactions were incubated at room temperature for 10 minutes, and then stopped by heating at 65℃ for 10 minutes. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 0.6%agarose gel in 1×TAE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0124] λExonuclease activity was measured usingλDNA-HindIII Digest as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 0.5μg of DNA substrate and 25 Uλexonuclease. The reactions were incubated at 37℃ for 30 minutes, and then stopped by heating at 75℃ for 10 minutes. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 0.6%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0125] HindIII restriction endonuclease activity was measured usingλDNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 25μL) included 1×NEB 2.1 buffer, 0.5μg of the DNA substrate, and 10 U HindIII. The reactions were incubated at 37℃ for 2 hours, and then stopped by heating at 65℃ for 10 minutes. The reaction products (10μL) were analyzed by electrophoresis on a 0.6%agarose gel in 1×TAE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0126] DNase I (Deoxyribonuclease I) activity was measured usingλDNA-HindIII Digest as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 0.5μg of DNA substrate and 0.5 U DNase I. The reactions were incubated at room temperature for 10 minutes, then stopped by adding 1μL of 0.5M EDTA buffer (pH 8.0) . The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 0.6%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 40 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0127] DNase II (Deoxyribonuclease II) activity was measured usingλDNA-HindIII Digest as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 0.5μg of DNA substrate and 0.5 U DNase II. The reactions were incubated at room temperature for 5-15 minutes, and then stopped by heating at 65℃ for 10 minutes. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 0.6%agarose gel in 1×TAE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 40 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0128] MNase (Micrococcal Nuclease) activity was measured usingλDNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1×reaction buffer (5mM CaCl2, 50mM Tris-HCl, pH 8.0) , 0.5μg of DNA substrate, and 1 U MNase. The reactions were incubated at 37℃ for 15 minutes, and then stopped by adding 1μL of0.5M EGTA buffer (pH 8.25) . The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0129] Nuclease P1 activity was measured using ssRNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1×Nuclease P1 Reaction Buffer, 1μg of RNA substrate, and 0.5 U Nuclease P1. The reactions were incubated at 37℃ for 30 minutes, and then stopped by heating at 75℃ for 10 minutes. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0130] RNase A (Ribonuclease A) activity was measured using ssRNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 0.5μg of RNA substrate and 0.001 U RNase A. The reactions were incubated at room temperature for 10 minutes, then stopped by adding excess (5 μL) RNase inhibitor. The reaction products (5 μL) were analyzed by electrophoresis on a 0.6%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0131] RNase B (Ribonuclease B) activity was measured using ssRNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1μg of RNA substrate, and 0.1 U RNase B. The reactions were incubated at 37℃ for 15 minutes, and then stopped by adding excess (5 μL)RNase inhibitor. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0132] RNase I (Ribonuclease I) activity was measured using ssRNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1μg ofRNA substrate, and 1 U RNase I. The reactions were incubated at room temperature for 10 minutes, and then stopped by adding 1 μL of 1%SDS. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0133] RNase III (Ribonuclease III, or Ribonuclease C) activity was measured using dsRNA Ladder as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1×RNase III Reaction Buffer, 0.1μL of RNA substrate, and 0.1 U RNase III. The reactions were incubated at 37℃ for 1 hour, and then stopped by adding 1μL of 0.5M EDTA buffer (pH 8.0) . The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0134] RNase IV (Ribonuclease IV) activity was measured using denatured tRNA as the substrate. tRNA was denatured by heating in 3 M urea at 90℃ for 10 minutes, cooled down at room temperature, and then diluted with nuclease-free water to a final urea concentration of 1 M. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1X NEBuffer r1.1, 0.33μg of RNA substrate, and 25 U RNase IV. The reactions were incubated at 37℃ for 1 hour, and then stopped by adding excess (5μL) RNase inhibitor. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0135] RNase H (Ribonuclease H) activity was measured using RNA-DNA hybrid as the substrate. RNA-DNA hybrid was generated by incubating MS2 single-stranded RNA genome with a complementary DNA oligo (5’ -TGATGGACTCACCC-3’ ) in 1 to 5 molarity ratio in 1×SSC buffer. The nucleic acid mixture was denatured at 95℃ for 5 minutes, and then cooled down to room temperature with a ramping rate of-0.1℃ per second. Each RNase H reaction mixture (total volume 10μL) included 1×RNase H buffer, ～0.3μg of freshly prepared RNA-DNA hybrid substrate, and 5 U RNase H. The reactions were incubated at 37℃ for 1 hour, and then stopped by adding 1μL of 0.5M EDTA buffer (pH 8.0) . The reaction products (5 μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0136] RNase T1 (Ribonuclease T1) activity was measured using ssRNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1μg of RNA substrate and 1 U RNase T1. SUPERase·InTM RNase Inhibitor at 2 U / uL was used as a benchmark. The reactions were incubated at 37℃ for 4 hours, then the reaction was quenched by adding 1μL of 1%SDS. The reaction products (10μL) were analyzed by electrophoresis on a 10%Urea-PAGE gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 45 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0137] RNase T2 (Ribonuclease T2) activity was measured using ssRNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1μg of RNA substrate and 2.5 U RNase T2. The reactions were incubated at 37℃ for 15 minutes, then stopped by adding 1μL of 1%SDS. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0138] RNase U2 (Ribonuclease U2) activity was measured using ssRNA as the substrate. Each reaction mixture (total volume 10μL) included 1×reaction buffer (20mM sodium acetate, pH 5.0) , 1μg of RNA substrate and 20 U RNase U2. The reactions were incubated at 37℃ for 2 hours, then stopped by heating at 75℃ for 10 minutes. The reaction products (5μL) were analyzed by electrophoresis on a 1%agarose gel in 1×TBE buffer, stained with Super GelRedTM, run at 120V for 30 minutes, and imaged using a BioRad Gel Doc EZ imager.

[0139] Human plasma collection for nucleic acid spike-in assay. ～10mL ofblood from one of the authors was voluntarily drawn with a 23-G needle and immediately centrifuged for 20 minutes, at 2000 g, at 4℃. Clear plasma with no observable haemolysis was aliquoted and frozen at-80℃ for less than a week. Nucleic acid spike-in was done by addingλDNA or MS2 single-stranded RNA genome into plasma aliquots, with or without nuclease inhibitors. Spiked-in plasma samples were kept at room temperature for various time-points.

[0140] Real-time PCR was performed using TB Premix Ex TaqTM (Tli RNaseH Plus) for DNA spiked-in samples, or One-Step TB PrimeScriptTM RT-PCR Kit II (Perfect Real Time) for RNA spiked-in samples, according to the manufacturer's instructions. The PCR cycle was programmed as follows: (1) 95℃, 1 minute; (2) 95℃, 5 seconds, 60℃, 30 seconds, for 45 cycles; (3) followed by a melting curve analysis at a 0.1℃ / second ramping rate ranging from 50℃ to 95℃. A 42℃, 30-minute incubation period was added before PCR initiation for one-step reverse transcription. All biological fluid samples were diluted 100-fold in nuclease-free water to avoid reaction inhibition. All reactions were detected with QuantStudioTM7 Pro Real-Time PCR System (Thermo Fisher Scientific) . The primer specificity has been verified by the NCBI BLAST to avoid the amplification of non-specific products. Information ofprimers used is listed in Supplementary Table X.

[0141] All patents, patent applications, provisional applications, and publications referred to or cited herein are incorporated by reference in their entirety, including all figures and tables, to the extent they are not inconsistent with the explicit teachings of this specification.

[0142] Following are examples that illustrate procedures for practicing the invention. These examples should not be construed as limiting. All percentages are by weight and all solvent mixture proportions are by volume unless otherwise noted.

[0143] EXAMPLE 1-TUNING BIOMOLECULAR BINDING WITH BORON CLUSTERS

[0144] To date, a non-denaturing solvation perturbation agent has not been identified, since both surfactants and certain polar co-solutes (e.g., urea and guanidinium salts) have significant direct interactions with proteins, which often proceeds to undesirable denaturation. While the above considerations suggest a non-denaturing solvation perturbative agent will be a chemical species that reduces the dielectric constant and specific heat capacity of the bulk solvent, the additional requirement for non-partitioning into the peri-protein solvation field means it must also be weakly coordinating, which has no readily available physical data for filtering the ideal candidate.

[0145] We confined our search for highly “chaotropic” species (identified by negativeΔHB values as described by Marcus [1] ) with weakly coordinating properties in experiments, such as counterions used in the isolation of super-electrophilic species for X-ray crystallography, and the conjugate bases of superacids-reflective of their desirable characteristics of minimal molar polarizability and coordination inertness (Figure 1C) . We found closo-dodecaborates (Figure 1D) , which are both weakly coordinating and “superchaotropic” , and have a high median lethal dose value (LD50>7500mg / kg) , are ideal candidates. To test whether the closo-dodecahydrododecaborate ion ( [B12H12] 2-) can tune the extent of macrosmolecular assembly in biologically complex samples, we utilized a model of polyclonal antibody-antigen binding reaction, which comprises many different interaction binding modes, and monitored the binding extent using microscale thermophoresis (MST) . We found the presence of [B12H12] 2-markedly reduced affinity between protein interaction pairs in a concentration-dependent manner (Figures 1E, 1F) . Meanwhile, [B12H12] 2-ions have low affinities towards the proteins molecules, as expected from its low coordination propensity. This is in keeping with previous report where an absence of changes in the dynamic light scattering (DLS) of bovine serum albumin in varying concentrations of [B12H12] 2-ions. Without being bound to any theory, these data suggest the inhibitory effect of [B12H12] 2-on protein-protein interactions, or the facilitation of protein solvation, acting indirectly via the alteration of solvation environment.

[0146] EXAMPLE 2-UNIVERSAL TUNING OF PROTEIN ASSOCIATIVE, AGGREGATIVE, REACTIVE, AND PROPAGATIVE DYNAMICS

[0147] We next tested whether [B12H12] 2-can universally tune protein-protein interactions in diverse and practical settings. In ELISA, [B12H12] 2-expectedly diminished the signal intensity when co-incubated with the antibody analyte (Figure 2A, 2B) . The inhibition of protein-protein interactions further extends to other macromolecular aggregative phenomena. We found that the addition of 0.25 [B12H12] 2-prevented the gelation of 2%agarose at room temperature, and the gelation of2%gelatin at 4℃, respectively (Figure 2C) . In another test, the addition of0.05M [B12H12] 2-to 0.1mg / ml mCherry fluorescent protein solution preserved its fluorescence after incubation at 55℃for 72 hours, which were otherwise degraded by conventional protein solubilization agents such as sodium dodecyl sulphate and urea (Figure 2D) . Although this effect was not universally found with other fluorescent protein, [B12H12] 2-ions may be useful in preventing the aggregative denaturation of proteins when other measures fail or are inapplicable. At even higher temperatures and in complex mixtures like egg whites, we found tFihe addition of0.2M [B12H12] 2-prevented the solidification of diluted egg whites (Figure 2E) upon cooking.

[0148] Since protein-protein interaction is the prerequisite for protein-protein reactions, we postulate that [B12H12] 2-ions can also tune reactive processes. Indeed, by testing multiple enzyme systems that act on protein substrates, we found the broad applicability of [B12H12] 2-ions in tuning enzyme activity in a dose-dependent manner regardless of their reaction schemes (Figure 2F) , including proteinase K, trypsin, streptokinase-plasminogen complex, and prothrombinase complex composed offactor Xa, factor Va, phospholipids, and Ca2+ions. Such effect applies even in a complex enzyme cascade like the lipopolysaccharide (LPS) -triggered Limulus amebocyte lysate (LAL) coagulation, which can also be tuned incrementally (Figure 2F) .

[0149] Since the transport phenomena of biomolecules are also greatly influenced by their reaction-diffusion-advection tradeoff, we utilized the lateral flow assay-based SARS-CoV-2 rapid antigen test (RAT) as a reaction-diffusion-advection model (Figure 2G) . Predictably, the increase in [B12H12] 2-ions led to a fainter control line due to reduced intermolecular interactions on the anti-SARS-CoV-2 antibodies-coated gold nanoparticles (Figure 2G) , in keeping with the relatively favored capillary action-driven advection and diffusion over the inhibited interaction.

[0150] EXAMPLE 3 -TOGGLING BIOMOLECULAR REACTION WITH BIO-ORTHOGONAL CLUSTER SUPRAMOLECULAR SYSTEMS

[0151] Given the general non-denaturing inhibitory effect of [B12H12] 2-on protein-protein interactions and their multiple consequential actions, we asked whether it is possible to re-activate such functions on demand. We leveraged the superchaotropicity of [B12H12] 2-that can be used as an assembly motif, where its host-guest complexation byγ-cyclodextrins (γCD) driven by water structure recovery can re-activate protein-protein interaction indirectly and bio-orthogonally (Figure 3B) . We confirmed the enthalpy-driven complexation via ITC experiments using the more water-soluble derivative 2-hydroxypropyl-γCD (2HPγCD) . Using MST, we found that the binding affinity between an antibody and its antigen can be partially reinstated (Figure 3C) , suggesting that the so-formed supramolecular complex has a drastically decreased superchaotropicity that is no longer effective at inhibiting protein-protein interactions. This observation is further corroborated by a [B12H12] 2--mixed egg white able to be re-boiled (Figure 3C) , and the re-favouring of the reaction and hence the control line intensity in SARS-CoV-2 rapid antigen test (Figure 3) .

[0152] With enzyme assays, multiple cycles of enzyme inhibition-activation can be achieved, as illustrated by the proteinase K digestion assay (Figure 3F) , trypsin digestion assay (Figure 3F) , streptokinase-plasminogen activation assay (Figure 3F) , prothrombinase assay (Figure 3F) . Interestingly, the enzyme activity rate for the streptokinase-plasminogen activation assay was on the rise with decreasing inhibition with [B12H12] 2-towards later cycles, which is in agreement with the different mode of activation and enzyme activity readout for the system, and our ITC observation that [B12H12] 2-only inhibited protein-protein binding on-rate but does not promote their dissociation off-rate. The endotoxin-LAL coagulin cascade can also be switchably activated (Figure 4I) , with the [B12H12] 2-group showing a “catching-up” of the overall rate, presumably as the cascade had a delayed entry into the exponential phase compared with the control.

[0153] Overall, these results demonstrated the broad applicability of the [B12H12] 2- / 2HPγCD system in switchable modulation of protein reactions and transport phenomena in complex, real-world environments, achieving temporally precise, on-demand control of any enzyme systems without tailored development of specific inhibitors.

[0154] EXAMPLE 4- [B12H12] 2- / γCD AS A NOVEL REVERSIBLE ANTICOAGULATION SYSTEM

[0155] Blood coagulation involves a complex cascade of protein-protein interactions and reactions. The use of anticoagulants is crucial to prevent thromboembolic events in many scenarios such as atrial fibrillation and malignancies, however, there is always a risk of internal or external bleeding with high fatality rates. Emergency reversal of anticoagulation is only possible for heparin and dabigatran using protamine sulfate or idarucizumab (Figure 4A) , respectively, while fresh frozen plasma or recombinant clotting factors are expensive and may not be readily available. New switchable anticoagulant design principles would thus help ameliorate these problems.

[0156] We thus tested whether the activity of human clotting enzymes can be turned on and off on-demand by the [B12H12] 2- / 2HPγCD system. We obtained citrated human plasma samples and activated the coagulation cascade via the contact-activation pathway. Despite the complex plasma composition, [B12H12] 2-also reduced the plasma thrombin activation rate in a dose-dependent manner (Figure 4B) . By adding [B12H12] 2-and 2HPγCD in alternating rounds, the rate of prothrombin activation (as a proxy to coagulation progress) can be piecewise suppressed and resumed on-demand over multiple cycles (Figure 4C) . We also independently verified plasma coagulation can be reinstated when 2HPγCD was added to [B12H12] 2--treated activated plasma (Figure 4D) . These results suggest [B12H12] 2- / γCD or their derivatives can be a novel paradigm in anticoagulation therapy development if the solvent perturbation effect can be spatially confined.

[0157] EXAMPLE 5-RECONFIGURING IN SITU BIOMOLECULAR PROPAGATIVE DYNAMICS FOR SYSTEMS BIOLOGY

[0158] Due to Onsager’s reciprocal relations, we postulated the co-incubation of [B12H12] 2-can tune the in situ protein-protein interactions globally even in complex biological systems. In systems biology, the use of antibodies as molecular probes for immunohistochemistry (IHC) is limited by their penetration depths in large, volumetric tissues. Compared to chromatography or bio-patterning, deep 3D IHC requires the preservation of the underlying biological parenchyma with limited approaches to control biomolecular transport in situ. Diffusive and advective flux engineering approaches are either too complex to scale and generalize, or suboptimal in performance due to the inevitable destruction of the delicate biological structure and molecular compositions in tissue permeabilization.

[0159] Existing evidence suggests antibody-antigen binding reactions deplete the concentration gradients necessary for deep IHC penetration (Figure 4E) . We formulated an approach to this problem where antibodies were co-incubated with [B12H12] 2-, temporarily preventing them from binding to chemical potential wells centered around the fixed tissue antigens (Figures 4E-4F) , drastically enhancing the macromolecular probe penetration depth and uniformity. After homogeneously distributing probes throughout the tissue, the addition of 2HPγCD can then reinstate their spatial localization to their tissue antigen targets. We tested our idea by co-incubating a whole mouse brain with antibodies for organ-wide immunofluorescence. Specifically, we co-incubated primary antibodies against tyrosine hydroxylase (TH) , choline acetyltransferase (ChAT) , and calbindin (CALB1) , and their corresponding monovalent fluorophore-conjugated secondary antibody Fab fragments, in phosphate-buffered saline (PBS) with 0.25M [B12H12] 2-and the whole mouse brain for 3 days at room temperature, after which the specimen was switched to PBS with 0.25M 2HPγCD (Figure 4F) . With non-destructive tissue clearing and whole brain light-sheet imaging, we found an obvious enhancement of penetration depth and homogeneity (top panel of Figure 4G) . Image volume reslicing revealed an in situ localization of antibodies matching those obtained from the Human Protein Atlas and the literature, which was based on thin tissue sections without any penetration constraints (bottom panel of Figure 4G) . This further substantiates biomolecular reaction tuning with [B12H12] 2-and in situ [B12H12] 2- / 2HPγCD supramolecular chemistry can be applied to manipulate biomolecular distribution even in centimeter-scale, compositionally complex 3D biological systems.

[0160] EXAMPLE 6-INHIBITING AND REACTIVATING NUCLEASE ACTIVITIES ON-DEMAND VIA SUPRAMOLECULAR BIDIRECTIONAL CONTROL BY [B12H12] 2-

[0161] Apart from protein-protein interactions, we postulated that the negatively charged nucleic acids as bio-macromolecules can also be prevented from interacting with their binding proteins. We thus performed similar experiments as described above, mixing RNA and DNA with RNases and DNases, and confirmed that the presence of [B12H12] 2-ions can inhibit the digestion reactions, while the addition of equimolar or excess amounts of2HPγCD can resume the digestions at a later stage (Figure 5) . Since [B12H12] 2-likely functions by inhibiting the interactions between DNA substrates and the DNase protein molecule in the first place, a supramolecular reversal of [B12H12] 2-’s effects is possible, as previously demonstrated using γ-cyclodextrin (γCD) , especially using the 2-hydroxypropylated derivative. Indeed, given the same concentration of [B12H12] 2-, the addition of equimolar 2HPγCD reinstated DNA digestion for all enzymes, as shown in Figures 6-11, right-sided panels. Similarly, we also show that the inhibition of RNases is also reversible by in vitro host-guest complexation using 2HPγCD, substantiating the similar mechanism of action by [B12H12] 2-, demonstrated in Figures 12-21.

[0162] Hence, the [B12H12] 2- / 2HPγCD also provides an orthogonal approach to the bidirectional control of nucleic acid digestion by nucleases, which may be useful in cases where nuclease activities are to be preserved for later assays.

[0163] This shows that the [B12H12] 2- / 2HPγCD supramolecular chemistry can even apply to other macromolecular interactions and their consequential reactions or effects, where we can toggle the reaction progress on and off as desired. These phenomena can be useful in preserving blood cell-free nucleic acids, which continue to degrade and fragment into sizes and sequences that do not match those of freshly collected blood. This can substantially reduce the cold chain transport and express delivery logistics requirements in transporting these specimens from the point of blood collection to analytical laboratories. Notably, even DNase II-a divalent cation-independent enzyme, which is otherwise not inhibited by the usual EDTA chelating additives, can be inhibited and revived like other enzymes. Finally, the supramolecular complexation is beneficial when [B12H12] 2-is removed to minimize interferences with subsequent assays or allows further fragmentation of cell-free nucleic acids in a controlled environment to assay nuclease activities and the dynamics of cell-free nucleic acids fragmentation, both of which can carry diagnostic information on the patient’s healthy and diseased states.

[0164] EXAMPLE 7- [B12H12] 2-INHIBITS DIVERSE CLASSES OF DEOXYRIBONUCLEASES (DNASES)

[0165] We explored the prospects of inhibiting DNase-DNA interactions and their consequential degradation. We chose HindIII restriction endonuclease as the first model enzyme andλphage genomic DNA (λDNA) as the substrate, as complete HindIII-digested λDNA controls were available commercially. We compared the digestion ofλDNA by HindIII in serial dilutions of Na2 [B12H12] versus NaCl, as a control. Compared with a two-times NaCl concentration, as shown in Figures 6-11 and 22, the corresponding Na2 [B12H12] group showed much lessλDNA digestion by HindIII, implying that [B12H12] 2-is the key factor to inhibit HindIII-λDNA digestion.

[0166] We then explored the digestion of appropriate DNA substrates by other DNA endonucleases, with similar cross-comparisons between the Na2 [B12H12] and 2x concentrated NaCl control groups. Figures 22A-22C show the digestion experiment ofλDNA by human DNase I and human DNase II, indicating that Na2 [B12H12] also inhibited their DNA-degrading activities. Notably, DNase II is a lysosomal DNase and does not depend on a divalent cation (e.g., Ca2+) for functioning, suggesting that [B12H12] 2-can be a more universal inhibitor for DNases and the preservation of DNA samples from biological fluids and tissue samples. Indeed, it has been found that EDTA or EGTA can enhance nuclease activities independent of the chelation ofpotentially inhibitory cations.

[0167] Extending our study to DNA exonucleases, we further showed that [B12H12] 2-also inhibits the digestion ofλDNA byλExonuclease (Figure 22C) and by Exonuclease I from E. coli (Figure 22D) , suggesting that the inhibition is independent of the mode of DNA-DNase interaction and degradation. These results suggest that [B12H12] 2-has a broader scope of DNase inhibition than the conventionally used DNA-preserving agents, the most common of which are chelating agents.

[0168] EXAMPLE 8- [B12H12] 2-INHIBITS DIVERSE CLASSES OF RIBONUCLEASES (RNASES)

[0169] As RNAs are notoriously known to be unstable in vitro, especially in the presence of environmental contaminants, and RNases are stubbornly resistant to inhibitory agents, we explored whether the fundamentally different mechanism of [B12H12] 2-, namely, the prevention ofprotein-nucleic acid interactions, may be helpful in this scenario.

[0170] We performed digestion experiments of suitable RNA substrates by various RNases, with paired comparison between [B12H12] 2-salts and the corresponding Cl-salt. The [B12H12] 2-groups showed more RNase inhibitory activities compared to the corresponding 2x Cl-group controls. These effects were demonstrated for all common RNases tested-incidentally all are endoribonucleases, including RNase A, RNase B, RNase I, RNase 4, RNase T2, RNase U2, Nuclease P1, digesting yeast total RNAs, RNase C (also known as RNase III) digesting double-stranded RNAs (dsRNAs) , and RNase H digesting RNA-DNA hybrids, as shown in Figures 23A-23I. All uncropped gel images were provided in Figures 12-21. RNase T1 required 0.5M of [B12H12] 2-to be inhibited and hence the IC50 was not quantified. Compared with EDTA, VRC, ATCA, murine RNase inhibitor, and SUPERase·InTM-a commercial augmented RNase inhibitor featuring the broadest RNase inhibition known, [B12H12] 2-exhibited the broadest spectrum of inhibition, and was the only agent capable of inhibiting all the tested RNases (Table 1) .

[0171] Table 1. RNases inhibited by various RNase inhibitors. -indicates no data available.

[0172] EXAMPLE 9-PRESERVATION OF NUCLEIC ACID INTEGRITY IN BIOLOGICAL FLUIDS

[0173] In recent years, nucleic acid testing on biological fluids-and a further extension towards liquid biopsies-has gained significant momentum. The ability to extract near pan-genomics and transcriptomic information, coupled with its high accessibility, has made it an attractive choice for the population-wide deployment of liquid biopsy-based screening tests. Nonetheless, the need for cost-efficient measures to minimize pre-analytical errors is crucial for disseminating these tests, especially as sequencing services are still geographically confined to a few specialized centers. Stabilizing nucleic acids in biological fluids can simplify transport logistics and enable cost-efficient batch processing of samples. Conversely, the instability of nucleic acids and the lack of effective preservatives can be a prohibitive barrier in developing nucleic acid-based diagnostics, such as in circulating tumor RNA (ctRNA) testing in blood and urine.

[0174] In light of our observation that [B12H12] 2-can be a broad-spectrum nuclease inhibitor, as well as its easy removal by bioorthogonal supramolecular complexation, we applied [B12H12] 2-as a universal preservative of nucleic acids in various biological fluids.

[0175] We spiked-inλDNA into freshly drawn human plasma at multiple dilutions with EDTA anticoagulation, where 0.25M [B12H12] 2-was added to the test group to preserve the nucleic acid. We then incubated the plasma at room temperature for several days to simulate sample transport logistics at room temperature. By the end of the incubation period, we quantified the residual primers using quantitative PCR (qPCR) with specific primers. The EDTA only control group showed an upward trend of cycle threshold (Ct) values from day 0 to day 14 of incubation, consistent with continuous DNA degradation. Surprisingly, the EDTA+ [B12H12] 2--group showed a downward trend of Ct values over time. This suggests that more nucleic acids are being detected over time, surpassing the value in both day 0 groups, which should have the maximum amount ofDNA before any degradative process can kick in (Figure 24A) . We hypothesized that plasma protein-binding DNA might hinder efficient denaturation and amplification of nucleic acids, and that [B12H12] 2-can dissociate protein-DNA complexes. Indeed, a proteinase K digestion of plasma led to the lowest Ct values, consistent with our postulation that [B12H12] 2-protects DNA from degradative processes and promotes DNA release from plasma proteins.

[0176] We next tested the stability of spiked-in RNA in human plasma and whether [B12H12] 2-, by virtue of its broad-spectrum RNase inhibition activity, can better preserve the RNA for quantitative analysis. Hence, we spiked-in MS2 phase ssRNA into human plasma at physiologically relevant concentrations (from 80ng / ml to 80μg / ml) , and after 0, 1, 3, and 7 days of incubation at room temperature, samples were withdrawn for reverse transcriptase-qPCR (RT-qPCR) analysis. The control group showed rapid degradation of MS2 ssRNA within～30 minutes, leading to Ct values of>30. However, the Ct value of the [B12H12] 2-group was 15.54, suggesting 215.54≈47, 643×better retention of RNA in plasma. We also benchmarked the performance of [B12H12] 2-against two commercially available, protein-based RNase inhibitors. Surprisingly, although a recombinant murine RNase inhibitor performed better on day 0 than [B12H12] 2-, the RNase inhibition remained resilient over time, indicated by the persistently low Ct values of the [B12H12] 2-group; while the murine RNase inhibitor group crossed over to high values of Ct on day 3 (Figure 24B) . This was likely due to the denaturation and proteolytic degradation of the protein-based RNase inhibitor, which led to loss of activity over time. This highlights the main disadvantages of murine RNase inhibitors and their derivatives (such as Superase-In) : the protein-based inhibitors require cold chain transport to preserve their activities, rendering their routine use in blood collection tubes costly and impractical.

[0177] We further extended our investigation on the stability of known amounts of spiked-in DNA and RNAs in human urine-which represent a much more accessible biological fluid for biomolecule tests. Repeating a similar experiment as described for human plasma, we found that [B12H12] 2-also led to better preservation of both DNA and RNA at all time points investigated, with stability maintained up to 14 days at room temperature for DNA, as shown in Figure 25A, and up to 3 days at room temperature for RNA with a slowed degradation up to 14 days of storage, as shown in Figure 25B. Compared to the results in plasma, the stability ofRNA becomes non-inferior compared to the protein-based murine RNase inhibitor starting from day 0. Quantitatively, after 1 day of incubation at room temperature, [B12H12] 2-preserved～22=4×more DNA for an initial spiked-in amount of0.1 ng / mL DNA, and up to ～212=4096×more DNA for at an initial concentration of 1000 ng / mL, and maintained such levels up to 14 days at room temperature, providing excellent long-term stability. Whereas for RNA, compared to the best performing RNase inhibitor, [B12H12] 2-preserved～27.5=181×more RNA for an initial spiked-in amount of8 ng / mL RNA, and up to～218=262, 144×more RNA for at an initial concentration of 80μg / mL after 1 day of incubation at room temperature. [B12H12] 2-further maintained the stability of RNAs for 3 days at room temperature across all concentrations tested.

[0178] Given the inertness and biological safety of [B12H12] 2-, the significance of achieving stability of DNAs in urine samples, and likely in other biological fluids such as saliva, sputum and tears, cannot be understated. With the ease of urine collection, one can envision biological fluids can be readily collected by patients at home, which can then be sent to specialized centers for processing without the need for cold-chain transport. Our discovery provides the foundation for universal and affordable cancer and infectious disease screening that can be cost-efficiently deployed at scale.

[0179] EXAMPLE 10-BORON CLUSTER IONS DO NOT AFFECT, OR EVEN ENHANCE, THE EXTRACTION EFFICIENCY OF NUCLEIC ACIDS.

[0180] Finally, to test whether the presence of [B12H12] 2-could hinder the extraction of nucleic acids from biological fluid samples, which is also crucial for downstream analytical processing, we extracted nucleic acids from human plasma samples immediately after spiking them with known amounts of DNA. Notably, the extraction of DNA from plasma was unaffected by the presence of [B12H12] 2-up to 0.25 M, as shown in Figures 26A and 26B. In contrast, RNA extraction was made more efficient when [B12H12] 2-was present, a finding that was statistically significant, as shown in Figure 26C and 26D.

[0181] From a solvation perspective, given the hydrotropic character of [B12H12] 2-, the effective interactions between [B12H12] 2-and the exposed hydrophobic bases of nucleic acids may facilitate their partitioning into the aqueous phase, leading to increased extraction efficiency. Alternatively, the [B12H12] 2-also limited further degradation of the spiked-in RNAs, thereby preventing any minute degradation that might occur during the extraction process. Overall, the fact that [B12H12] 2-does not decrease, or even increase, the efficiency of nucleic acid extraction from biological fluids confirms its promising potential to serve as a universal preservative for nucleic acid-based assays, especially for RNAs, via inhibiting premature nucleic acid degradation and enhancing extraction efficiencies to contributes to preanalytical errors.

[0182] It should be understood that the examples and embodiments described herein are for illustrative purposes only and that various modifications or changes in light thereof will be suggested to persons skilled in the art and are to be included within the spirit and purview of this application and the scope of the appended claims. In addition, any elements or limitations of any invention or embodiment thereof disclosed herein can be combined with any and / or all other elements or limitations (individually or in any combination) or any other invention or embodiment thereof disclosed herein, and all such combinations are contemplated with the scope of the invention without limitation thereto.

[0183] EXEMPLARY EMBODIMENTS

[0184] EMBODIMENT 1. A composition for preserving a biological fluid sample, the composition comprising:

[0185] (1a) a boron cluster compound of formula [B12X12] 2-, or salt thereof;

[0186] (1b) optionally an anticoagulant; and

[0187] (1c) optionally a solvent selected from the group consisting of water, dimethylsulfoxide, methanol, ethanol, and isopropanol,

[0188] wherein X is independently:

[0189] (a) halogen;

[0190] (b) pseudohalogen;

[0191] (c) -NR1R2, wherein R1 and R2 are independent of one another, wherein R1 and R2 are selected from the group consisting ofhydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;

[0192] (d) -N+R1R2R3, wherein R1, R2, and R3 are independent of one another, wherein R1 and R2 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;

[0193] (e) hydroxy;

[0194] (f) -OR4, wherein R4 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;

[0195] (g) -O+R4R5 or-S+R4R5, wherein R4 and R5 independent of one another, wherein R4 and R5 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;

[0196] (h) alkyl;

[0197] (i) cycloalkyl;

[0198] (j) (per) fluoroalkyl;

[0199] (k) alkenyl;

[0200] (l) alkynyl;

[0201] (m) aryl;

[0202] (n) heteroaryl;

[0203] (o) a-C (=O) OR6, wherein R6 is selected from the group consisting ofhydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;

[0204] (p) -C (O) R6, wherein R6 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, aheteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;

[0205] (q) an acid derivative, wherein the acid derivative comprises at least one of amide, imide, urea, thiourea, guanidine, and derivatives thereof wherein one or more hydrogens on nitrogen atoms of the derivatives are substituted with a group independently selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;

[0206] (r) -SR7; wherein R7 is selected from the group consisting of hydrogen, alkyl group, and aryl;

[0207] (s) -SSR8, wherein R8 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or boranyl;

[0208] (t) -SeR9, wherein R9 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;

[0209] (u) -TeR9, wherein R9 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;

[0210] (v) -C (S) R10 group, wherein R10 is selected from the group consisting of alkyl, or aryl;

[0211] (w) -BR11R12 group, wherein R11 and R12 are independent of one another, wherein R11 and R12 are selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;

[0212] (x) -B-R13R14R15 group, wherein R13, R14 and R15 are independent of one another, wherein R13, R14, and R15 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, or heteroalkyl;

[0213] (y) guanidinium;

[0214] (z) a sugar derivative selected from the group consisting of glucoside, galactoside, fructoside, mannoside, and their alkylated, aminated, and acetamido modified derivatives;

[0215] (aa) -P (O) (OR16) R17 group, and wherein R16 and R17 are independent of one another, wherein R16 and R17 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, or heteroalkyl, wherein R17 can be a fluorinated alkyl, aryl, or heteroaryl;

[0216] (bb) -SiR18R19R20 group, and-Ge18R19R20 wherein R18, R19 and R20 are independent of one another, wherein R18, R19, and R20 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, hydroxy or alkoxy; or

[0217] (cc) hydrogen.

[0218] EMBODIMENT 2. The composition of embodiment 1, wherein the boron cluster contains 1, 2, or more atoms that are not a boron atom, wherein at least one atom that is not a boron atom is selected from the group consisting of carbon, sulfur, nitrogen, germanium, tin, lead, and phosphorus.

[0219] EMBODIMENT 3. The composition of any of the preceding embodiments, wherein the boron cluster is a metallacarborane, wherein the boron cluster comprises at least one transition metal atom selected from the group consisting of Cu, Co, Fe, and Ni.

[0220] EMBODIMENT 4. The composition of any of the preceding embodiments, wherein one or more hydrogen atoms of the boron cluster compound are replaced by a covalently bonded substituent.

[0221] EMBODIMENT 5. The composition of embodiment 4, wherein the covalently bonded substituent is selected from the group consisting ofhalogen, hydroxy, cyano, carboxy, amino, and-N+R1R2R3, wherein R1, R2, and R3 independently of one another represent H, alkyl, aryl, heteroaryl, or heteroalkyl.

[0222] EMBODIMENT 6. The composition of any of the preceding embodiments, wherein the boron cluster compound has a cluster selected from the group consisting of 6, 7, 8, 9, 10, 11, and 12 atoms per cluster.

[0223] EMBODIMENT 7. The composition of any of the preceding embodiments, wherein the boron cluster compound has formula: [B12H12] 2-.

[0224] EMBODIMENT 8. The composition of any of the preceding embodiments, wherein a salt of the boron compound comprises at least one of organic or inorganic salt, pure or mixed salt formed with monoatomic cations from the main group, transition metal, or lanthanide elements, or pure or mixed salts formed with polyatomic cations selected from the group consisting of cation forms of amino acids, sandwich compound cations, ammonium and its substituted derivatives, guanidinium and its substituted derivatives, dimercury ion, and phosphonium ions and their substituted derivatives, wherein one or more hydrogen in the substituted derivatives is substituted independently by a group selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl.

[0225] EMBODIMENT 9. The composition of any of the preceding embodiments, wherein the salt of the boron compound comprises a double salt.

[0226] EMBODIMENT 10. The composition of any of the preceding embodiments, wherein the anticoagulant comprises at least one of ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) and salts thereof, ethylene glycol tetraacetic acid (EGTA) and salts thereof, hirudin, heparin, citric acid, citrate, oxalic acid, oxalate, acid citrate dextrose (ACD) , citrate-theophylline-adenosine-dipyridamole (CTAD) , citrate-pyridoxal-phosphate-tris, heparin-β-hydroxy-ethyl-theophylline, polyanetholsulfonate (polyanethol sulfonate) , sodium fluoride, heparin sodium, thrombin, or D-phenylalanyl-L-prolyl-L-arginine chloromethyl ketone (PPACK) .

[0227] EMBODIMENT 11. A method for preserving a biological fluid sample, the method comprising contacting the biological fluid sample with a composition, wherein the composition is formulated to stabilize and preserve analytes within the sample, wherein the composition comprises:

[0228] (1a) a boron cluster compound of formula [B12X12] 2-, or salt thereof;

[0229] (1b) optionally an anticoagulant; and

[0230] (1c) optionally a solvent selected from the group consisting of water, dimethylsulfoxide, methanol, ethanol, and isopropanol,

[0231] wherein X is independently:

[0232] (a) halogen;

[0233] (b) pseudohalogen;

[0234] (c) -NR1R2, wherein R1 and R2 are independent of one another, wherein R1 and R2 are selected from the group consisting ofhydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;

[0235] (d) -N+R1R2R3, wherein R1, R2, and R3 are independent of one another, wherein R1 and R2 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;

[0236] (e) hydroxy;

[0237] (f) -OR4, wherein R4 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;

[0238] (g) -O+R4R5 or-S+R4R5, wherein R4 and R5 independent of one another, wherein R4 and R5 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;

[0239] (h) alkyl;

[0240] (i) cycloalkyl;

[0241] (j) (per) fluoroalkyl;

[0242] (k) alkenyl;

[0243] (l) alkynyl;

[0244] (m) aryl;

[0245] (n) heteroaryl;

[0246] (o) a-C (=O) OR6, wherein R6 is selected from the group consisting ofhydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;

[0247] (p) -C (O) R6, wherein R6 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, aheteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;

[0248] (q) an acid derivative, wherein the acid derivative comprises at least one of amide, imide, urea, thiourea, guanidine, and derivatives thereof wherein one or more hydrogens on nitrogen atoms of the derivatives are substituted with a group independently selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;

[0249] (r) -SR7; wherein R7 is selected from the group consisting of hydrogen, alkyl group, and aryl;

[0250] (s) -SSR8, wherein R8 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or boranyl;

[0251] (t) -SeR9, wherein R9 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;

[0252] (u) -TeR9, wherein R9 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;

[0253] (v) -C (S) R10 group, wherein R10 is selected from the group consisting of alkyl, or aryl;

[0254] (w) -BR11R12 group, wherein R11 and R12 are independent of one another, wherein R11 and R12 are selected from the group consisting ofalkyl, aryl, or heteroaryl;

[0255] (x) -B-R13R14R15 group, wherein R13, R14, and R15 are independent of one another, wherein R13, R14 and R15 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, or heteroalkyl;

[0256] (y) guanidinium;

[0257] (z) a sugar derivative selected from the group consisting of glucoside, galactoside, fructoside, mannoside, and their alkylated, aminated, and acetamido modified derivatives;

[0258] (aa) -P (O) (OR16) R17 group, and wherein R16 and R17 are independent of one another, wherein R16 and R17 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, aheteroaryl, or heteroalkyl, wherein R17 can be a fluorinated alkyl, aryl, or heteroaryl;

[0259] (bb) -SiR18R19R20 group, and-Ge18R19R20 wherein R18, R19 and R20 are independent of one another, wherein R18, R19 and R20 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, hydroxy, or alkoxy; or

[0260] (cc) hydrogen.

[0261] EMBODIMENT 12. The method of embodiment 11, wherein the boron cluster compound has formula: [B12H12] 2-.

[0262] EMBODIMENT 13. The method of any of the preceding embodiments, wherein the anticoagulant comprises at least one of ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) and salts thereof, ethylene glycol tetraacetic acid (EGTA) and salts thereof, hirudin, heparin, citric acid, citrate, oxalic acid, oxalate, acid citrate dextrose (ACD) , citrate-theophylline-adenosine-dipyridamole (CTAD) , citrate-pyridoxal-phosphate-tris, heparin-β -hydroxy-ethyl-theophylline, polyanetholsulfonate (polyanethol sulfonate) , sodium fluoride, heparin sodium, thrombin, or D-phenylalanyl-L-prolyl-L-arginine chloromethyl ketone (PPACK) .

[0263] EMBODIMENT 14. The method of any of the preceding embodiments, wherein the concentration of the boron cluster compound in the biological fluid sample is up to about 250μM.

[0264] EMBODIMENT 15. The method of any of the preceding embodiments, wherein the collection, storage, and transport of the biological sample is conducted at room temperature for up to about 14 days before testing.

[0265] EMBODIMENT 16. The method of embodiment 15, wherein the boron cluster compound is removed from the sample before testing using a solid phase-supported supramolecular host molecule.

[0266] EMBODIMENT 17. The method of embodiment 15, wherein the supramolecular host molecule is gamma-cyclodextrin or a derivative thereof selected from the group consisting of random methylated gamma-cyclodextrin, 2, 3-O-dimethylated gamma-cyclodextrin, 2, 3, 6-O-trimethylated gamma-cyclodextrin, random 2-hydroxypropyl-gamma-cyclodextrin, octakis (6-deoxy-6-amino) -gamma-cyclodextrin, and mono (6-deoxy-6-amino) -gamma-cyclodextrin.

[0267] EMBODIMENT 18. The method of any preceding embodiment, wherein the test is carried out directly on the biological fluid sample.

[0268] EMBODIMENT 19. The method of any preceding embodiment, wherein testing comprises quantifying the amount of a certain substance or confirm its absence in a stabilized sample.

[0269] EMBODIMENT 20. The method of any preceding embodiment, wherein testing comprises diagnosing a disease, determining the prognosis of a disease, helping in guiding the use of appropriate treatment, or delineating a biological process for research, forensic, or scientific investigation.

[0270] EMBODIMENT 21. The method of any preceding embodiment, wherein the analyte comprises a nucleic acid.

[0271] EMBODIMENT 22. The method of embodiment 21, wherein the nucleic acid comprises DNA.

[0272] EMBODIMENT 23. The method of embodiment 22, wherein [B12H12] 2-inhibits DNA degradation by a nuclease in the biological fluid sample at room temperature for up to about 14 days before testing.

[0273] EMBODIMENT 24. The method of embodiment 23, wherein the inhibition of DNA degradation is independent of the mode ofDNA-DNase interaction and degradation.

[0274] EMBODIMENT 25. The method of embodiment 23, wherein the addition of a free supramolecular host molecule or a solid phase-supported supramolecular host molecule in a 1:1 molar or excess amount of the [B12H12] 2-reinstates DNase digestion of DNA in the biological fluid sample.

[0275] EMBODIMENT 26. The method of embodiment 25, wherein the solid phase-supported supramolecular host molecule is gamma-cyclodextrin or a derivative thereof selected from the group consisting of random methylated gamma-cyclodextrin, 2, 3-O-dimethylated gamma-cyclodextrin, 2, 3, 6-O-trimethylated gamma-cyclodextrin, random 2-hydroxypropyl-gamma-cyclodextrin (2HPγCD) , octakis (6-deoxy-6-amino) -gamma-cyclodextrin, and mono (6-deoxy-6-amino) -gamma-cyclodextrin.

[0276] EMBODIMENT 27. The method of embodiment 23, wherein the nuclease is selected from the group consisting of DNase I, DNase 1L3, DNase II, λExonuclease, Exonuclease I, Thermolabile Exonuclease I, Msz Exonuclease I, Exonuclease T, Exonuclease VII, RecJf, Mung Bean Nuclease, Nuclease P1, Exonuclease III, T7 Exonuclease, Exonuclease V (RecBCD) , Exonuclease VIII, T5 Exonuclease, DNase I-XT, Duplex DNase, Micrococcal Nuclease, and combinations thereof, as well as nucleases as yet to be identified in the biological sample.

[0277] REFERENCES

[0278] [1] Marcus, Yizhak. “Effect of ions on the structure of water: structure making and breaking. ” Chemical reviews vol. 109,3 (2009) : 1346-70. doi: 10. 1021 / cr8003828

Claims

1.A composition for preserving a biological fluid sample, the composition comprising:(1a) a boron cluster compound of formula [B12X12] 2-, or salt thereof;(1b) optionally an anticoagulant; and(1c) optionally a solvent selected from the group consisting of water, dimethylsulfoxide, methanol, ethanol, and isopropanol,wherein X is independently:(a) halogen;(b) pseudohalogen;(c) -NR1R2, wherein R1 and R2 are independent of one another, wherein R1 and R2 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;(d) -N+R1R2R3, wherein R1, R2 and R3 are independent of one another, wherein R1 and R2 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;(e) hydroxy;(f) -OR4, wherein R4 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;(g) -O+R4R5 or-S+R4R5, wherein R4 and R5 independent of one another, wherein R4 and R5 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;(h) alkyl;(i) cycloalkyl;(j) (per) fluoroalkyl;(k) alkenyl;(l) alkynyl;(m) aryl;(n) heteroaryl;(o) a -C (=O) OR6, wherein R6 is selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;(p) -C (O) R6, wherein R6 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, a heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;(q) an acid derivative, wherein the acid derivative comprises at least one of amide, imide, urea, thiourea, guanidine, and derivatives thereof wherein one or more hydrogens on nitrogen atoms of the derivatives are substituted with a group independently selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;(r) -SR7; wherein R7 is selected from the group consisting of hydrogen, alkyl group, and aryl;(s) -SSR8, wherein R8 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or boranyl;(t) -SeR9, wherein R9 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;(u) -TeR9, wherein R9 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;(v) -C (S) R10 group, wherein R10 is selected from the group consisting of alkyl, or aryl;(w) -BR11R12 group, wherein R11 and R12 are independent of one another, wherein R11 and R12 are selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;(x) -B-R13R14R15 group, wherein R13, R14 and R15 are independent of one another, wherein R13, R14, and R15 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, or heteroalkyl;(y) guanidinium;(z) a sugar derivative selected from the group consisting of glucoside, galactoside, fructoside, mannoside, and their alkylated, aminated, and acetamido modified derivatives;(aa) -P (O) (OR16) R17 group, and wherein R16 and R17 are independent of one another, wherein R16 and R17 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, a heteroaryl, or heteroalkyl, wherein R17 can be a fluorinated alkyl, aryl, or heteroaryl;(bb) -SiR18R19R20 group, and-Ge18R19R20 wherein R18, R19 and R20 are independent of one another, wherein R18, R19, and R20 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, hydroxy or alkoxy; or(cc) hydrogen.2.The composition of claim 1, wherein the boron cluster contains 1, 2, or more atoms that are not a boron atom, wherein at least one atom that is not a boron atom is selected from the group consisting of carbon, sulfur, nitrogen, germanium, tin, lead, and phosphorus.3.The composition of claim 1, wherein the boron cluster is a metallacarborane, wherein the boron cluster comprises at least one transition metal atom selected from the group consisting of Cu, Co, Fe, and Ni.4.The composition of claim 1, wherein one or more hydrogen atoms of the boron cluster compound are replaced by a covalently bonded substituent.5.The composition of claim 4, wherein the covalently bonded substituent is selected from the group consisting of halogen, hydroxy, cyano, carboxy, amino, and-N+R1R2R3, wherein R1, R2, and R3 independently of one another represent H, alkyl, aryl, heteroaryl, or heteroalkyl.6.The composition of claim 1, wherein the boron cluster compound has a cluster selected from the group consisting of 6, 7, 8, 9, 10, 11, and 12 atoms per cluster.7.The composition of claim 1, wherein the boron cluster compound has formula: [B12H12] 2-.8.The composition of claim 1, wherein a salt of the boron compound comprises one or more of organic or inorganic salt, pure or mixed salt formed with monoatomic cations from the main group, transition metal, or lanthanide elements, or pure or mixed salts formed with polyatomic cations selected from the group consisting of cation forms of amino acids, sandwich compound cations, ammonium and its substituted derivatives, guanidinium and its substituted derivatives, dimercury ion, and phosphonium ions and their substituted derivatives, wherein one or more hydrogen in the substituted derivatives is substituted independently by a group selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl.9.The composition of claim 1, wherein the salt of the boron compound comprises a double salt.10.The composition of claim 1, wherein the anticoagulant comprises at least one of ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) and salts thereof, ethylene glycol tetraacetic acid (EGTA) and salts thereof, hirudin, heparin, citric acid, citrate, oxalic acid, oxalate, acid citrate dextrose (ACD) , citrate-theophylline-adenosine-dipyridamole (CTAD) , citrate-pyridoxal-phosphate-tris, heparin-β -hydroxy-ethyl-theophylline, polyanetholsulfonate (polyanethol sulfonate) , sodium fluoride, heparin sodium, thrombin, or D-phenylalanyl-L-prolyl-L-arginine chloromethyl ketone (PPACK) .11.A method for preserving a biological fluid sample, the method comprising contacting the biological fluid sample with a composition, wherein the composition is formulated to stabilize and preserve analytes within the sample, wherein the composition comprises:(1a) a boron cluster compound of formula [B12X12] 2-, or salt thereof;(1b) optionally an anticoagulant; and(1c) optionally a solvent selected from the group consisting of water, dimethylsulfoxide, methanol, ethanol, and isopropanol,wherein X is independently:(a) halogen;(b) pseudohalogen;(c) -NR1R2, wherein R1 and R2 are independent of one another, wherein R1 and R2 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;(d) -N+R1R2R3, wherein R1, R2, and R3 are independent of one another, wherein R1 and R2 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;(e) hydroxy;(f) -OR4, wherein R4 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;(g) -O+R4R5 or-S+R4R5, wherein R4 and R5 independent of one another, wherein R4 and R5 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, and heteroalkyl;(h) alkyl;(i) cycloalkyl;(j) (per) fluoroalkyl;(k) alkenyl;(l) alkynyl;(m) aryl;(n) heteroaryl;(o) a -C (=O) OR6, wherein R6 is selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;(p) -C (O) R6, wherein R6 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, a heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;(q) an acid derivative, wherein the acid derivative comprises at least one of amide, imide, urea, thiourea, guanidine, and derivatives thereof, wherein one or more hydrogens on nitrogen atoms of the derivatives are substituted with a group independently selected from the group consisting of alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, and boranyl;(r) -SR7; wherein R7 is selected from the group consisting of hydrogen, alkyl group, and aryl;(s) -SSR8, wherein R8 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or boranyl;(t) -SeR9, wherein R9 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;(u) -TeR9, wherein R9 is selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;(v) -C (S) R10 group, wherein R10 is selected from the group consisting of alkyl, or aryl;(w) -BR11R12 group, wherein R11 and R12 are independent of one another, wherein R11 and R12 are selected from the group consisting of alkyl, aryl, or heteroaryl;(x) -B-R13R14R15 group, wherein R13, R14, and R15 are independent of one another, wherein R13, R14 and R15 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, or heteroalkyl;(y) guanidinium;(z) a sugar derivative selected from the group consisting of glucoside, galactoside, fructoside, mannoside, and their alkylated, aminated, and acetamido modified derivatives;(aa) -P (O) (OR16) R17 group, and wherein R16 and R17 are independent of one another, wherein R16 and R17 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, a heteroaryl, or heteroalkyl, wherein R17 can be a fluorinated alkyl, aryl, or heteroaryl;(bb) -SiR18R19R20 group, and-Ge18R19R20 wherein R18, R19 and R20 are independent of one another, wherein R18, R19 and R20 are selected from the group consisting of hydrogen, alkyl, aryl, heteroaryl, heteroalkyl, hydroxy, or alkoxy; or(cc) hydrogen.12.The method of claim 11, wherein the boron cluster compound has formula: [B12H12] 2-.13.The method of claims 11 or 12, wherein the anticoagulant comprises at least one of ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) and salts thereof, ethylene glycol tetraacetic acid (EGTA) and salts thereof, hirudin, heparin, citric acid, citrate, oxalic acid, oxalate, acid citrate dextrose (ACD) , citrate-theophylline-adenosine-dipyridamole (CTAD) , citrate-pyridoxal-phosphate-tris, heparin-β -hydroxy-ethyl-theophylline, polyanetholsulfonate (polyanethol sulfonate) , sodium fluoride, heparin sodium, thrombin, or D-phenylalanyl-L-prolyl-L-arginine chloromethyl ketone (PPACK) .14.The method of claim 11, wherein the concentration of the boron cluster compound in the biological fluid sample is up to about 250μM.15.The method of claim 11, wherein the collection, storage, and transport of the biological sample is conducted at room temperature for up to about 14 days before testing.16.The method of claim 15, wherein the boron cluster compound is optionally removed from the sample before testing using a dissolved or solid phase-supported supramolecular host molecule.17.The method of claim 15, wherein the supramolecular host molecule is gamma-cyclodextrin or a derivative thereof selected from the group consisting of random methylated gamma-cyclodextrin, 2, 3-O-dimethylated gamma-cyclodextrin, 2, 3, 6-O-trimethylated gamma-cyclodextrin, random 2-hydroxypropyl-gamma-cyclodextrin, octakis (6-deoxy-6-amino) -gamma-cyclodextrin, and mono (6-deoxy-6-amino) -gamma-cyclodextrin.18.The method of claim 15, wherein the test is carried out directly on the biological fluid sample.19.The method of claim 15, wherein testing comprises quantifying the amount of a certain substance or confirming its absence in a stabilized sample.20.The method of claim 15, wherein testing comprises diagnosing a disease, determining the prognosis of a disease, helping in guiding the use of appropriate treatment, or delineating a biological process for research, forensic, or scientific investigation.21.The method of claim 12, wherein the analyte comprises a nucleic acid.22.The method of claim 21, wherein the nucleic acid comprises DNA.23.The method of claim 22, wherein [B12H12] 2- inhibits DNA degradation by a nuclease in the biological fluid sample at room temperature for up to about 14 days before testing.24.The method of claim 23, wherein the inhibition of DNA degradation is independent of the mode of DNA-DNase interaction and degradation.25.The method of claim 23, wherein the addition of a free supramolecular host molecule or a solid phase-supported supramolecular host molecule in a 1: 1 molar or excess amount of the [B12H12] 2- reinstates DNase digestion of DNA in the biological fluid sample.26.The method of claim 25, wherein the free or solid phase-supported supramolecular host molecule is 2-hydroxypropyl-gamma-cyclodextrin (2HPγCD) .27.The method of claim 23, wherein the nuclease is selected from the group consisting of DNase I, DNase 1L3, DNase II, λExonuclease, Exonuclease I, Thermolabile Exonuclease I, Msz Exonuclease I, Exonuclease T, Exonuclease VII, RecJf, Mung Bean Nuclease, Nuclease P1, Exonuclease III, T7 Exonuclease, Exonuclease V (RecBCD) , Exonuclease VIII, T5 Exonuclease, DNase I-XT, Duplex DNase, Micrococcal Nuclease, and combinations thereof, as well as nucleases as yet to be identified in the biological sample.

Images