A microglia-specific regulatory element for AAV-mediated transgene manipulation

Abstract

Provided is a fusion promoter and use thereof, wherein the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter comprises a nucleotide sequence shown by any one of SEQ ID NOs. 7, 8, 17, and 43-50, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter comprises a nucleotide sequence shown by any one of SEQ ID NOs. 26-29, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.

Description

A MICROGLIA-SPECIFIC REGULATORY ELEMENT FOR AAV-MEDIATED TRANSGENE MANIPULATIONTECHNICAL FIELDThe present disclosure generally relates to the technical field of microglia, and more particularly, to a microglia-specific regulatory element for AAV-mediated transgene manipulation.BACKGROUNDMicroglia are resident immune cells of the brain. They originate from yolk sac progenitors and constitute approximately 10%of the total cell population in the central nervous system. They play multifaceted roles under both physiological and pathological conditions. In healthy conditions, microglia exhibit a ramified morphology with processes that survey the tissue environment, contributing to the maintenance of brain homeostasis. Conversely, during pathological conditions, microglia undergo activation and transform into amoeboid morphologies characterized by retracted processes, engaging in the phagocytosis of debris from dying neurons or foreign materials. The functions of microglia are closely implicated in neuroinflammatory reactions within the brain and play pivotal roles in various neurodegenerative diseases and brain cancers. Clinical studies have identified risk-associated genes that are highly expressed in microglia, emphasizing the involvement of microglia in the progression of central nervous system diseases. This underscores the potential for targeting microglia in therapeutic interventions aimed at mitigating CNS disease progression.One of the primary hurdles encountered in microglial research is the challenge of precisely identifying and manipulating these cells. Recombinant adeno-associated viruses (rAAVs) provide an attractive strategy for manipulating microglia, showing promise for gene therapies due to their low immunogenicity and robust expression of foreign genes in vivo. Notably, microglia-transducing AAV variants, such as AAV-MGs, have recently been developed, offering an efficient means of transducing microglia. However, these AAV-MGs work in a Cre-dependent manner, limiting their applicability in contexts with restricted genetic access. Although it has been reported that the iba1 promoter can specifically infect microglia, the promoter used in this method is too large (1.7 kb) and has low specificity in cortex (2.1 ± 1.3%) , it is important to develop a promoter that targets microglia with high precision and specificity.SUMMARYTo overcome the problems in the prior art, the application provide a microglia-specific regulatory element for AAV-mediated transgene manipulation.The emergence of single cell assay for transposase-accessible chromatin sequencing (scATAC-seq) technique has allowed the development of regulatory elements that drive heterologous gene expression in viral tools in a cell-type specific manner. We applied this strategy to identify candidate cis-regulatory elements (cCREs) that drive microglia specific expression in AAV. Considering that identifying and rigorously testing such cis-regulatory elements required efficient viral vectors, AAV-MG1.2 provides a critical platform for studies in this direction. What’s more, no enhancer or promoter is widely accepted in the field as microglia-specific for viral transgene expression. To overcome these major technical challenges, we used the existing sequencing data to conduct cis-regulatory elements screening that mediate AAV-specific infection of microglia.Using AAV-MG1.2 as a platform, we screened for optimal regulatory elements by sequence truncation. With this approach, we acquired an AAV transcriptional regulatory element which we named microglia-specific regulatory element (MSRE) . During the subsequent AAV capsid screening process, we accidentally discovered a high-yield AAV variant that can also efficiently infect microglia, and named it 2 / 9. m. When we tested using 2 / 9. m-MSRE, we found that genes driven by MSRE alone show leaky expression in a time-dependent manner. To address this issue, we introduced sequences targeted by miRNA expressed exclusively in non-microglial cells. The final construct achieved long time expression specificity when transducing microglia using 2 / 9. m.Specifically, the application involves the following contents:1. A fusion promoter, comprising a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end,wherein the microglia specific promoter comprises a nucleotide sequence shown by any one of SEQ ID NOs. 7, 8, 17, and 43-50, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof,and the mini promoter comprises a nucleotide sequence shown by any one of SEQ ID NOs. 26-29, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.2. The fusion promoter according to item 1, wherein the microglia specific promoter and the mini promoter is any one of the following combinations:(1) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 7, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(2) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 17, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(3) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(4) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 26, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(5) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 28, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(6) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 29, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.3. The fusion promoter according to item 1 or item 2, wherein the functional fragment is a truncated fragment obtained by truncating at least 200, 250, 300, 350, 400, 450, 500, 550, 600, or 700nt at the 3' end and / or the 5' end from the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 7, SEQ ID NO. 8, or SEQ ID NO. 17.4. The fusion promoter according to item 3, wherein the functional fragment is obtained by truncating 200-700, 300-700, 400-700, 500-700, 500-600 nt from the 3' end and / or 200-700, 300-700, 400-700, 500-700, 400-600 nt from the 5' end of the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 8 or SEQ ID NO. 17.5. The fusion promoter according to item 4, wherein the functional fragment is as shown by any one of SEQ ID NOs. 30-32, and 37.6. The fusion promoter according to any one of items 1-5, wherein the microglia specific promoter is obtained by extending 0-150 nt, 20-150 nt, 40-150 nt, 60-150 nt, 80-150 nt, 100-150 nt, 120-150 nt, 130-150 nt, towards the 5' end and / or 0-150 nt, 20-150 nt, 40-150 nt, 60-150 nt, 80-150 nt, 100-150 nt, 120-150 nt, 130-150 nt, towards the 3' end from the core sequence shown by SEQ ID NO. 36.7. The fusion promoter according to item 6, wherein the microglia specific promoter is shown by any one of SEQ ID NOs. 33-35.8. An capsid protein for packaging an adeno-associated virus (AAV) , having an amino acid sequence shown by SEQ ID NO. 42, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.9. The capsid protein according to item 8, wherein the capsid protein enhances the infection efficiency of the AAV in microglia.10. An AAV viral vector, comprising the fusion promoter according to any one of items 1-7.11. The viral vector according to item 10, wherein the AAV viral vector further comprises an exogenous gene.12. The viral vector according to item 11, wherein the exogenous gene is a central nervous system disease-related gene.13. The viral vector according to item 12, wherein the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of TREM2, APOE, MERTK, and SALL1.14. The viral vector according to any one of items 10-13, wherein the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA.15. The viral vector according to any one of items 10-14, wherein the AAV viral vector further comprises a nucleotide sequence coding for the capsid protein according to item 8 or 9.16. A method for expressing an exogenous gene in a microglia cell, comprising infecting the microglia cell with the AAV viral vector according to any one of items 10-15 , wherein the exogenous gene is operatively linked to the fusion promoter according to any one of items 1-7.17. The method according to item 16, wherein the exogenous gene is a central nervous system disease-related gene.18. The method according to item 17, wherein the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of TREM2, APOE, MERTK, and SALL1.19. The method according to any one of items 16-18, wherein the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA.20. The method according to item 19, wherein the miRNA is shown by SEQ ID NO. 40.21. Use of the fusion promoter according to any one of items 1-7 or the AAV viral vector according to any one of items 10-15 in promoting the expression of an exogenous gene in a microglia cell, wherein the exogenous gene is operatively linked to the fusion promoter.22. The use according to item 21, wherein the exogenous gene is a central nervous system disease-related gene.23. The use according to item 22, wherein the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of TREM2, APOE, MERTK, and SALL1.24. The use according to any one of items 21-23, wherein the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA.25. The use according to item 24, wherein the miRNA is shown by SEQ ID NO. 40.The AAV-MSRE system exhibits a high degree of specificity and efficiency in targeting microglial in C57BL / 6J mice. Moreover, this system also worked well in Alzheimer's disease (AD) model mice (APP / PS1) , Sprague-Dawley (SD) rats, and isolated brain slices from human brain. This multifaceted infectivity profile presents substantial opportunities for expanding the scope of AAV-based therapeutic interventions within the neuroscience domain. The AAV-MSRE system holds the potential to serve as a robust and versatile tool for the advancement of targeted treatment modalities for a spectrum of neurodegenerative disease. The cross-species applicability of this system underscores its value for preclinical research and the translational potential towards human therapeutics.BRIEF DESCRIPTION OF THE DRAWINGSTThe accompanying drawings, which are incorporated in and constitute a part of this specification, illustrate embodiments consistent with the present disclosure and, together with the description, serve to explain the principles of the present disclosure.Figs. 1a and 1b show the screened microglia-specific regulator elements (MSRE) drive AAV-MG1.2 specifically expressed in microglia in C57BL6 / J mice. Fig. 1a shows the schematic diagram of the candidate microglia-specific regulator elements (cMREs) selection process. Combined analysis of mouse ATAC-seq and scRNA-seq data, screening regions that are specifically open and adjacent genes are highly expressed in microglia as candidates. Fig. 1b shows statistics of screened cMREs’ performance in C57BL6 / J mice brain. (n= 4-23 slices) .Fig. 2 shows the representative images of the cMRE8-miniP-mScarlet, cMRE7-miniP-mScarlet and cMRE17-miniP-mScarlet expression patterns in C57BL / 6J mice. Scale bar, 50 μm.Fig. 3 is a schematic diagram of different truncation methods.Fig. 4 shows the representative images of cMRE8 truncated by 500 and 600 nt and cMRE17 truncated by 500 nt expression pattern in the C57BL / 6J mice. Scale bar, 200 μm.Fig. 5 shows the representative images of cMRE8 truncated from the 5' end by 400 nt expression pattern in the C57BL / 6J mice.Fig. 6 shows the representative images of truncation with cMRE8 as the core expression pattern in the C57BL / 6J mice.Fig. 7 shows the representative images of the miniP change expression patterns in C57BL / 6J mice. Scale bar, 200 μm.Fig. 8 shows the representative images of MSRE-miGlobin-mScarlet in the OFC of C57BL / 6J mice. Scale bar, 200 μm. Enlarged image scale bar, 20 μm.Fig. 9 shows percentage of mScarlet-positive microglia that are labeled by Iba out of the total number of mScarlet-positive cells in the OFC and the striatum of C57BL6 / J mice injected with AAV-MG1.2-MSRE-miGlobin-mScarlet (n = 3 mice for each group) . Data are given as mean ± s. e. m.Fig. 10 shows the statistical pattern diagram of AAV expression efficiency, taking the injection center point as the center of the circle, counting the AAV infection efficiency of every 100 μm radius circle from the center point.Fig. 11 shows percentage of Iba-positive microglia that are labeled by mScarlet in the OFC and striatum of C57BL6 / J mice injected with AAV-MG1.2-MSRE-miGlobin-mScarlet (n = 3 mice for each group) . Data are given as mean ± s.e.m.Fig. 12 shows the representative image showing the striatum of Cx3cr1CreER mice injected with AAV-2 / 9. m-SFFV-DIO-mScarlet. Scale bar, 200 μm.Fig. 13 shows titer comparison by qPCR assay. 2 / 9. m and MG1.2 package the same gene. (n=4, unpaired t test, 2 / 9. m versus MG1.2 : P < 0.01) . Data are given as mean ± s.e.m.Fig. 14 shows the representative images of 8-day patterns of mScarlet expression in the OFC, striatum, and hippocampus of C57BL / 6J mice injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet. Scale bar, 50 μm.Fig. 15 shows the representative images of 14-day patterns of mScarlet expression in the OFC, striatum, and hippocampus of C57BL / 6J mice injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet. Scale bar, 50 μm.Fig. 16 shows comparison of specificity of 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet expressed in the OFC, striatum and hippocampus of C57BL / 6J mice at 8 days and 14 days (n=3 mice for each group, paired t test, 8 days versus 14 days : P < 0.01) . Data are given as mean ± s.e.m.Fig. 17 shows schematic depicting the design of the 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T.Fig. 18 shows the representative images of mScarlet expression in the OFC, striatum, hippocampus, thalamus, and midbrain of C57BL / 6J mice injected with 2 / 9. m-MSRE-Globin-mScarlet-1xmiR9T at 14 days. Scale bar, 50 μm.Fig. 19 shows percentage of mScarlet-positive microglia that are labeled by Iba out of the total number of mScarlet-positive cells in the OFC, striatum, hippocampus, thalamus, and midbrain of C57BL6 / J mice injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T (n = 3 mice for each group) . Data are given as mean ± s.e.m.Fig. 20 shows percentage of Iba-positive microglia that are labeled by mScarlet in the OFC striatum, hippocampus, thalamus, and midbrain of of C57BL6 / J mice injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T (n = 3 mice for each group) . Data are given as mean ± s. e. m.Fig. 21 shows the representative images of the hippocampus from APPPS1 mice injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T. Scale bar, 50 μm. Enlarged image scale bar, 20 μm.Figs. 22a-22c show 2 / 9. m mediates efficient microglial transduction in C57BL / 6J mice. Fig. 22a shows the representative images of the OFC, striatum, hippocampus, thalamus and midbrain from C57BL / 6J mice injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T. Scale bar, 200 μm. Fig. 22b shows the representative images showing the colocalization of mScarlet and NeuN+ / S100+immunosignals in the striatum of C57BL / 6 J mice injected with 2 / 9. m-MSRE-Globin-mScarlet-1xmiR9T. Scale bars, 50 μm. Fig. 22c shows the representative images of 2-month pattern of mScarlet expression in the striatum of C57BL / 6J mice injected with 2 / 9. m-MSRE-Globin-mScarlet-1xmiR9T. Scale bar, 50 μm.Fig. 23 shows the representative images of mScarlet expression in the mPFC, striatum, hippocampus, thalamus, and midbrain of SD rat injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T at 21 days. Scale bar, 50 μm.Fig. 24 shows percentage of mScarlet-positive microglia that are labeled by Iba out of the total number of mScarlet-positive cells in the mPFC, striatum, hippocampus, thalamus, and midbrain of SD rat injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T + doxorubicin (n = 3-4 rats for each group) . Data are given as mean ± s.e.m.Fig. 25 shows percentage of Iba-positive microglia that are labeled by mScarlet in the mPFC, striatum, hippocampus, thalamus, and midbrain of of SD rats injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T + doxorubicin (n = 3 -4 rats for each group) . Data are given as mean ± s.e.m.Figs. 26a and 26b show doxorubicin enhances 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T expression in rats. Fig. 26a shows the representative images of the mScarlet expression pattern in mPFC of SD rat injected with MG1.2 or 2 / 9. m without doxorubicin. Scale bar, 200 μm. Fig. 26b shows the representative images showing the the mScarlet expression pattern in mPFC, striatum, hippocampus, thalamus, and midbrain of SD rat injected with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T mix with doxorubicin (doxorubicin 50 μg / mL, AAV: DOX=5: 1) . Scale bars, 200 μm.Figs. 27a and 27b show doxorubicin enhances 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T expression in NHP. Fig. 27a shows mScarlet expression patterns in NHP brain slices treated with AAV 2 / 9. m-MSRE-mScarlet-1xmiR9T + doxorubicin. The three images on the right show a zoomed-in view of the dashed box in the left image. Scale bars: 200 μm (left image) and 50 μm (enlarged images) . Fig. 27b shows percentage of mScarlet-positive cells that co-localize with Iba1 staining among total mScarlet-positive cells in NHP (n = 2) . Data are presented as mean ± s.e.m.Figs. 28a-28c show doxorubicin enhances 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T expression in ex vivo human brain slices. Fig. 28a shows the workflow for acquiring fresh human neurosurgical tissue for AAV vector testing. Fig. 28b shows the representative images showing the mScarlet expression pattern of human ex vivo brain slice added with 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1xmiR9T (AAV1 μl + 1ul doxorubicin 50 μg / mL) . Scale bars, 200 μm. Enlarged image scale bar, 200 μm. Fig. 28c shows percentage of mScarlet-positive microglia that are labeled by Iba out of the total number of mScarlet-positive cells.DETAILED DESCRIPTIONReference will now be made in detail to exemplary embodiments, examples of which are illustrated in the accompanying drawings. The following description refers to the accompanying drawings in which the same numbers in different drawings represent the same or similar elements unless otherwise represented. The implementations set forth in the following description of exemplary embodiments do not represent all implementations consistent with the invention. Instead, they are merely examples of apparatuses consistent with aspects related to the invention as recited in the appended claims. Particular aspects of the present disclosure are described in greater detail below. The terms and definitions provided herein control, if in conflict with terms and / or definitions incorporated by reference.DefinitionUnless otherwise defined, all technical and scientific terms used herein have the same meaning as commonly understood by one of ordinary skill in the art to which this invention pertains. Although methods and materials similar or equivalent to those described herein can be used in the practice of the present invention, suitable methods and materials are described below. All publications, patent applications, patents, and other references mentioned herein are expressly incorporated by reference in their entirety. In cases of conflict, the present specification, including definitions, will control. In addition, the materials, methods, and examples described herein are illustrative only and are not intended to be limiting.All publications and patents mentioned herein are hereby incorporated by reference in their entirety as if each individual publication or patent was specifically and individually indicated to be incorporated by reference. In case of conflict, the present application, including any definitions herein, will control. However, mention of any reference, article, publication, patent, patent publication, and patent application cited herein is not, and should not be taken as an acknowledgment, or any form of suggestion, that they constitute valid prior art or form part of the common general knowledge in any country in the world.In the present description, any concentration range, percentage range, ratio range, or integer range is to be understood to include the value of any integer within the recited range and, when appropriate, fractions thereof (such as one tenth and one hundredth of an integer) , unless otherwise indicated. The term “about” , when immediately preceding a number or numeral, means that the number or numeral ranges plus or minus 10%. It should be understood that the terms “a” and “an” as used herein refer to “one or more” of the enumerated components unless otherwise indicated. The use of the alternative (e.g., “or” ) should be understood to mean either one, both, or any combination thereof of the alternatives. The term “and / or” should be understood to mean either one, or both of the alternatives. As used herein, the terms “include” and “comprise” are used synonymously.“Nucleic acid” refers to nucleotides (e.g., deoxyribonucleotides or ribonucleotides) and polymers thereof in either single-, double-or multiple-stranded form, or complements thereof; or nucleosides (e.g., deoxyribonucleosides or ribonucleosides) . In embodiments, “nucleic acid” does not include nucleosides. The terms “polynucleotide, ” “oligonucleotide, ” “oligo” or the like refer, in the usual and customary sense, to a linear sequence of nucleotides. The term “nucleoside” refers, in the usual and customary sense, to a glycosylamine including a nucleobase and a five-carbon sugar (ribose or deoxyribose) . Non-limiting examples, of nucleosides include, cytidine, uridine, adenosine, guanosine, thymidine and inosine. The term “nucleotide” refers, in the usual and customary sense, to a single unit of a polynucleotide, i.e., a monomer. Nucleotides can be ribonucleotides, deoxyribonucleotides, or modified versions thereof. Examples of polynucleotides contemplated herein include single and double stranded DNA, single and double stranded RNA, and hybrid molecules having mixtures of single and double stranded DNA and RNA. Examples of nucleic acid, e.g. polynucleotides contemplated herein include any types of RNA, e.g. mRNA, siRNA, miRNA, and guide RNA and any types of DNA, genomic DNA, plasmid DNA, and minicircle DNA, and any fragments thereof. The term “duplex” in the context of polynucleotides refers, in the usual and customary sense, to double strandedness. Nucleic acids can be linear or branched. For example, nucleic acids can be a linear chain of nucleotides or the nucleic acids can be branched, e.g., such that the nucleic acids comprise one or more arms or branches of nucleotides. Optionally, the branched nucleic acids are repetitively branched to form higher ordered structures such as dendrimers and the like.As may be used herein, the terms “nucleic acid, ” “nucleic acid molecule, ” “nucleic acid oligomer, ” “oligonucleotide, ” “nucleic acid sequence, ” “nucleic acid fragment” and “polynucleotide” are used interchangeably and are intended to include, but are not limited to, a polymeric form of nucleotides covalently linked together that may have various lengths, either deoxyribonucleotides or ribonucleotides, or analogs, derivatives or modifications thereof. Different polynucleotides may have different three-dimensional structures, and may perform various functions, known or unknown. Non-limiting examples of polynucleotides include a gene, a gene fragment, an exon, an intron, intergenic DNA (including, without limitation, heterochromatic DNA) , messenger RNA (mRNA) , transfer RNA, ribosomal RNA, a ribozyme, cDNA, a recombinant polynucleotide, a branched polynucleotide, a plasmid, a vector, isolated DNA of a sequence, isolated RNA of a sequence, a nucleic acid probe, and a primer.The term “amino acid” refers to naturally occurring and synthetic amino acids, as well as amino acid analogs and amino acid mimetics that function in a manner similar to the naturally occurring amino acids. Naturally occurring amino acids are those encoded by the genetic code, as well as those amino acids that are later modified, e.g., hydroxyproline, g-carboxyglutamate, and O-phosphoserine. Amino acid analogs refer to compounds that have the same basic chemical structure as a naturally occurring amino acid, i.e., an a carbon that is bound to a hydrogen, a carboxyl group, an amino group, and an R group, e.g., homoserine, norleucine, methionine sulfoxide, methionine methyl sulfonium. Such analogs have modified R groups or modified peptide backbones, but retain the same basic chemical structure as a naturally occurring amino acid. Amino acid mimetics refers to chemical compounds that have a structure that is different from the general chemical structure of an amino acid, but that functions in a manner similar to a naturally occurring amino acid. The terms “non-naturally occurring amino acid” and “unnatural amino acid” refer to amino acid analogs, synthetic amino acids, and amino acid mimetics which are not found in nature.Amino acids may be referred to herein by either their commonly known three letter symbols or by the one-letter symbols recommended by the IUPAC-IUB Biochemical Nomenclature Commission. Nucleotides, likewise, may be referred to by their commonly accepted single-letter codes.The terms “polypeptide, ” “peptide” and “protein” are used interchangeably herein to refer to a polymer of amino acid residues, wherein the polymer may be conjugated to a moiety that does not consist of amino acids. The terms apply to amino acid polymers in which one or more amino acid residue is an artificial chemical mimetic of a corresponding naturally occurring amino acid, as well as to naturally occurring amino acid polymers and non-naturally occurring amino acid polymers.The term “gene” means the segment of DNA involved in producing a protein; it includes regions preceding and following the coding region (leader and trailer) as well as intervening sequences (introns) between individual coding segments (exons) . The leader, the trailer as well as the introns include regulatory elements that are necessary during the transcription and the translation of a gene. Further, a “protein gene product” is a protein expressed from a particular gene.The terms “plasmid” , “vector” or “expression vector” refer to a nucleic acid molecule that encodes for genes and / or regulatory elements necessary for the expression of genes. Expression of a gene from a plasmid can occur in cis or in trans. If a gene is expressed in cis, the gene and the regulatory elements are encoded by the same plasmid. Expression in trans refers to the instance where the gene and the regulatory elements are encoded by separate plasmids.The term “recombinant” when used with reference, e.g., to a virus, cell, nucleic acid, protein, or vector, indicates that the cell, nucleic acid, protein or vector, has been modified by the introduction of a heterologous nucleic acid or protein or the alteration of a native nucleic acid or protein, or that the cell is derived from a cell so modified. For example, a recombinant virus is generated by combining portions of nucleic acids using recombinant nucleic acid technology.The term “exogenous” refers to a molecule or substance (e.g, a compound, nucleic acid or protein) that originates from outside a given cell, organism, or virus. Conversely, the term “endogenous” refers to a molecule or substance that is native to, or originates within, a given cell, organism, or virus.The terms “transfection” , “transduction” , “transfecting” or “transducing” can be used interchangeably and are defined as a process of introducing a nucleic acid molecule or a protein to a cell. Nucleic acids are introduced to a cell using non-viral or viral-based methods. The nucleic acid molecules may be gene sequences encoding complete proteins or functional portions thereof. Non-viral methods of transfection include any appropriate transfection method that does not use viral DNA or viral particles as a delivery system to introduce the nucleic acid molecule into the cell. Exemplary non-viral transfection methods include calcium phosphate transfection, liposomal transfection, nucleofection, sonoporation, transfection through heat shock, magnetifection and electroporation. In some embodiments, the nucleic acid molecules are introduced into a cell using electroporation following standard procedures well known in the art. For viral -based methods of transfection any useful viral vector (e.g. adeno-associated viral vector) may be used in the methods described herein.The word “expression” or “expressed” as used herein in reference to a gene means the transcriptional and / or translational product of that gene. The level of expression of a DNA molecule in a cell may be determined on the basis of either the amount of corresponding mRNA that is present within the cell or the amount of protein encoded by that DNA produced by the cell.A “cell” as used herein, refers to a cell carrying out metabolic or other functions sufficient to preserve or replicate its genomic DNA. A cell can be identified by well-known methods in the art including, for example, presence of an intact membrane, staining by a particular dye, ability to produce progeny or, in the case of a gamete, ability to combine with a second gamete to produce a viable offspring. Cells may include prokaryotic and eukaroytic cells. Prokaryotic cells include but are not limited to bacteria. Eukaryotic cells include but are not limited to yeast cells and cells derived from plants and animals, for example mammalian, insect (e.g., spodoptera) and human cells. In embodiments, the cell is a human cell. In embodiments, the cell is microglia.The terms “identical” or percent “identity, ” in the context of two or more nucleic acids or polypeptide sequences, refer to two or more sequences or subsequences that are the same or have a specified percentage of amino acid residues or nucleotides that are the same (i.e., about 60%identity, preferably 65%, 70%, 75%, 80%, 85%, 90%, 91%, 92%, 93%, 94%, 95%, 96%, 97%, 98%, 99%, or higher identity over a specified region, when compared and aligned for maximum correspondence over a comparison window or designated region) as measured using a BLAST or BLAST 2.0 sequence comparison algorithms with default parameters described below, or by manual alignment and visual inspection (see, e.g., NCBI web site http:  / / www. ncbi. nlm. nih. gov / BLAST / or the like) . Such sequences are then said to be “substantially identical. ” This definition also refers to, or may be applied to, the compliment of a test sequence. The definition also includes sequences that have deletions and / or additions, as well as those that have substitutions. As described below, the preferred algorithms can account for gaps and the like. Preferably, identity exists over a region that is at least about 25 amino acids or nucleotides in length, or more preferably over a region that is 50-100 amino acids or nucleotides in length.“Percentage of sequence identity” is determined by comparing two optimally aligned sequences over a comparison window, wherein the portion of the polynucleotide or polypeptide sequence in the comparison window may comprise additions or deletions (i.e., gaps) as compared to the reference sequence (which does not comprise additions or deletions) for optimal alignment of the two sequences. The percentage is calculated by determining the number of positions at which the identical nucleic acid base or amino acid residue occurs in both sequences to yield the number of matched positions, dividing the number of matched positions by the total number of positions in the window of comparison and multiplying the result by 100 to yield the percentage of sequence identity.

[0053] A “comparison window” , as used herein, includes reference to a segment of any one of the number of contiguous positions selected from the group consisting of, e.g., a full length sequence or from 20 to 600, about 50 to about 200, or about 100 to about 150 amino acids or nucleotides in which a sequence may be compared to a reference sequence of the same number of contiguous positions after the two sequences are optimally aligned. Methods of alignment of sequences for comparison are well-known in the art. Optimal alignment of sequences for comparison can be conducted, e.g., by the local homology algorithm of Smith and Waterman (1970) Adv. Appl. Math. 2: 482c, by the homology alignment algorithm of Needleman and Wunsch (1970) J. Mol. Biol. 48: 443, by the search for similarity method of Pearson and Lipman (1988) Proc. Nat’l. Acad. Sci. USA 85: 2444, by computerized implementations of these algorithms (GAP, BESTFIT, FASTA, and TFASTA in the Wisconsin Genetics Software Package, Genetics Computer Group, 575 Science Dr., Madison, WI) , or by manual alignment and visual inspection (see, e.g, Ausubel etal., Current Protocols in Molecular Biology (1995 supplement) ) .Adeno-associated virus (AAV) is a small virus of approximately 20 nm, including a single-stranded DNA genome. AAV has a cargo capacity of about 4.7 kilobases, including the inverted terminal repeats (ITR) . “Inverted terminal repeat” or “ITR” is used in accordance to its ordinary meaning in the art, and refers to a single-stranded nucleic acid sequence followed by the reverse complement of the nucleic acid sequence with an intervening sequence in between. The intervening sequence of nucleotides between the nucleic acid sequence and the reverse complement of the nucleic acid sequence of the IRT can be any length. For example, the intervening sequence can include the promoter provided herein and the first and second heterologous nucleic acid sequences provided herein. The AAV genome is typically flanked by ITRs, which can serve as self-priming structure for DNA replication. AAV includes a single-stranded DNA genome. Upon entry into the host cell, the second strand of the AAV genome may be synthesized, thereby allowing for gene transcription.In embodiments, the AAV virus has a genome including an adeno-associated viral (AAV) vector. In embodiments, the AAV vector may selected from AAV1, AAV2, AAV3b, AAV4, AAV5, AAV6, AAV7, AAV8, AAV9, AAV10, AAV-11, AAV-12, AAV113, AAVrh. 74, AAV2.7m8, AAV. ANC80, Anc80L65 and derivatives thereof, and AAVDJ, and combinations thereof. An extensive listing of illustrative AAV serotypes, including variants of naturally occurring AAV serotypes, is provided in U.S. Patent No. 10,662,425, which is incorporated herein in its entirety and for all purposes. In embodiments, the AAV vector includes sequences including those of AAV that are required in cis for replication and packaging (e.g., functional ITRs) of the DNA into a virion. In embodiments, AAV vectors have one or more of the AAV WT genes deleted in whole or in part, but retain functional flanking ITR sequences.In embodiments, an AAV (e.g. AAV virion or AAV particle) comprises an AAV capsid protein and an AAV vector. In some instances, the AAV is a hybrid or chimeric AAV, e.g., an AAV particle can comprise ITRs that are of a heterologous serotype in comparison with the capsid serotype (e.g., AAV2 ITRs with AAV5, AAV6, or AAV8 capsids) . The AAV ITRs may be of any serotype suitable for a particular application.As used herein, an “AAV vector” or “rAAV vector” refers to a recombinant vector comprising one or more polynucleotides of interest (or transgenes) that are flanked by AAV terminal repeat sequences (ITRs) . Such AAV vectors can be replicated and packaged into infectious viral particles when present in a host cell that has been transfected with a plasmid encoding and expressing rep and cap gene products. Alternatively, AAV vectors can be packaged into infectious particles using a host cell that has been stably engineered to express rep and cap genes.As used herein, the term “promoter” refers to a regulatory element that directs the transcription of a nucleic acid to which it is operably linked. A promoter can regulate both rate and efficiency of transcription of an operably linked nucleic acid. A promoter may also be operably linked to other regulatory elements which enhance ( “enhancers” ) or repress ( “repressors” ) promoter-dependent transcription of a nucleic acid.The term “operably linked” refers, as used herein, to the association of nucleic acid sequences on a single nucleic acid molecule so that the function of one is affected by the other. For example, a promoter is operably linked with a coding sequence when it is capable of affecting the expression of that coding sequence, i.e., the coding sequence is under the transcriptional control of the promoter.Fusion promoterThe application provides a fusion promoter, comprising a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter comprises a nucleotide sequence shown by any one of SEQ ID NOs. 7, 8, 17, and 43-50, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter comprises a nucleotide sequence shown by any one of SEQ ID NOs. 26-29, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.In some embodiments, the microglia specific promoter and the mini promoter is any one of the following combinations: (1) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 7, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof; (2) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 17, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof; (3) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof; (4) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 26, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof; (5) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 28, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof; (6) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 29, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.In some embodiments, the functional fragment is a truncated fragment obtained by truncating at least 200, 250, 300, 350, 400, 450, 500, 550, 600, or 700nt, for example, 200-700 nt, 300-700 nt, 400-700 nt, 500-700 nt, 400-600 nt at the 3' end and / or the 5' end from the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 7, SEQ ID NO. 8, or SEQ ID NO. 17.In some embodiments, the functional fragment is obtained by truncating 500-600 nt from the 3' end of the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 8 or SEQ ID NO. 17.In some embodiments, the functional fragment is obtained by truncating 500-600 nt from the 5' end of the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 8 or SEQ ID NO. 17.In some embodiments, the functional fragment is obtained by truncating 500-600 nt from the 3' end and 400-600 nt from the 5' end of the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 8 or SEQ ID NO. 17.In some embodiments, the functional fragment is as shown by SEQ ID NO. 30.In some embodiments, the functional fragment is as shown by SEQ ID NO. 31.In some embodiments, the functional fragment is shown by SEQ ID NO. 32.In some embodiments, the functional fragment is shown by SEQ ID NO. 37.In some embodiments, the microglia specific promoter is obtained by extending 0-150 nt, for example, 0nt, 5nt, 10nt, 15nt, 20nt, 25nt, 30nt, 35nt, 40nt, 45nt, 50nt, 55nt, 60nt, 65nt, 70nt, 75nt, 80nt, 85nt, 90nt, 95nt, 100nt, 110nt, 115nt, 120nt, 125nt, 130nt, 135nt, 140nt, 145nt, 150nt, towards the 5'end from the core sequence shown by SEQ ID NO. 36.In some embodiments, the microglia specific promoter is obtained by extending 0-150 nt, for example, 0nt, 5nt, 10nt, 15nt, 20nt, 25nt, 30nt, 35nt, 40nt, 45nt, 50nt, 55nt, 60nt, 65nt, 70nt, 75nt, 80nt, 85nt, 90nt, 95nt, 100nt, 110nt, 115nt, 120nt, 125nt, 130nt, 135nt, 140nt, 145nt, 150nt, towards the 3'end from the core sequence shown by SEQ ID NO. 36.In some embodiments, the microglia specific promoter is obtained by extending 0-150 nt towards the 5' end and 0-150 nt towards the 3' end from the core sequence shown by SEQ ID NO. 36.In some embodiments, the microglia specific promoter is shown by any one of SEQ ID NO.33. In some embodiments, the microglia specific promoter is shown by any one of SEQ ID NO. 34. In some embodiments, the microglia specific promoter is shown by any one of SEQ ID NO. 35.In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 33, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 26. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 33, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3'end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 33, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 28. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 33, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 29. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 30, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 31, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 32, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 34, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 35, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27. In some embodiments, the fusion promoter comprises a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5' end to the 3' end, wherein the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 37, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27.Capsid protein for packaging an adeno-associated virus (AAV)The application provides a capsid protein for packaging an adeno-associated virus (AAV) , having an amino acid sequence shown by SEQ ID NO. 42, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%, for example, 80%, 81%, 82%, 83%, 84%, 85%, 86%, 87%, 88%, 89%, 90%, 91%, 92%, 93%, 94%, 95%, 96%, 97%, 98%, 99%, 99.1%, 99.2%, 99.3%, 99.4%, 99.5%, 99.6%, 99.7%, 99.8%, 99.9%, sequence identity therewith, or a functional fragment thereof. In some embodiments, the variant is a conservatively substitution variant having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%, for example, 80%, 81%, 82%, 83%, 84%, 85%, 86%, 87%, 88%, 89%, 90%, 91%, 92%, 93%, 94%, 95%, 96%, 97%, 98%, 99%, 99.1%, 99.2%, 99.3%, 99.4%, 99.5%, 99.6%, 99.7%, 99.8%, 99.9%, sequence identity therewith.In some embodiments, the functional fragment is obtained by truncating 500-600 nt from the 3' end and / or 400-600 nt from the 5' end of the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 8 or SEQ ID NO. 17.In some embodiments, the capsid protein enhances the infection efficiency of the AAV in microglia.AAV viral vectorThe application provides an AAV viral vector comprising any of the fusion promoter described above.In some embodiments, the AAV viral vector further comprises an exogenous gene. The exogenous gene may be a central nervous system disease-related gene. It will be appreciated that the exogenous gene can be any central nervous system disease-related gene in the field, for example, the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of: triggering receptor expressed in myeloid cells 2 (TREM2) , apolipoprotein E (APOE) , Recombinant c-mer proto oncogene tyrosine kinase (MERTK) , and spalt like transcription factor 1 (SALL1) .In some embodiments, the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA. In some embodiments, the miRNA is shown by SEQ ID NO. 40.In some embodiments, the AAV viral vector further comprises a nucleotide sequence coding for any one of the capsid proteins described above.Method for expressing exogenous genes in microgliaThe application provides a method for expressing an exogenous gene in a microglia cell, comprising infecting the microglia with any one of the AAV viral vector described above, wherein the exogenous gene is operatively linked to any one of the fusion promoters described above.The exogenous gene may be a central nervous system disease-related gene. It will be appreciated that the exogenous gene can be any central nervous system disease-related gene in the field, for example, the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of TREM2, APOE, MERTK, and SALL1.In some embodiments, the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA. In some embodiments, the miRNA is shown by SEQ ID NO. 40.Use of the fusion promoter or the AAV viral vectorThe application provides use of any one of the fusion promoters described above in promoting the expression of exogenous genes in microglia, wherein the exogenous gene is operatively linked to the fusion promoter.The application provides use of any one of the AAV viral vectors described above in promoting the expression of an exogenous gene in a microglia cell, wherein the exogenous gene is operatively linked to the fusion promoter.The exogenous gene may be a central nervous system disease-related gene. It will be appreciated that the exogenous gene can be any central nervous system disease-related gene in the field, for example, the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of TREM2, APOE, MERTK, and SALL1.In some embodiments, the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA. In some embodiments, the miRNA is shown by SEQ ID NO. 40.It will be appreciated that the embodiments of the present disclosure are not limited to the exact construction that has been described above and illustrated in the accompanying drawings, and that various modifications and changes may be made without departing from the scope thereof. While the present disclosure has been described in connection with various embodiments, other embodiments of the invention will be apparent to those skilled in the art from consideration of the specification and practice of the invention disclosed herein. It is intended that the specification and examples be considered as exemplary only, with a true scope and spirit of the invention being indicated by the following claims.The descriptions above are intended to be illustrative, not limiting. Thus, it will be apparent to one skilled in the art that modifications may be made as described without departing from the scope of the claims set out below.ExamplesAnimals. Animal care and use followed the approval of the Animal Care and Use Committee of the Chinese Institute for Brain Research, Beijing in accordance with the Regulations for the Administration of Affairs Concerning Experimental Animals of China. Adult C57BL / 6J wild-type mice (8–10 weeks) were obtained from Laboratory Animal Resource Center. Cx3cr1CreER mice (cat. no. 021160, Cx3cr1tm2.1 (cre / ERT2) Litt / WganJ) mice were obtained from Jackson Laboratory. APP / PS1 (005864) mice were obtained from the Jackson Laboratory. Adult Sprague-Dawley rats (6-10 weeks) were obtained from Beijing Vital River Laboratory Animal Technology. Animals maintained with a 12–12 h photoperiod (light on at 20: 00) and were given food and water ad libitum. Ambient temperature was kept at 25℃ with humidity at 50%.Integrating scRNA-seq and scATAC-seq data. Raw sequencing data were processed with integrating scRNA-seq and scATAC-seq data pipeline (https:  / / satijalab. org / seurat / articles / seurat5_atacseq_integration_vignette) and identify specific open regions in microglia, and specific open regions of highly expressed genes in microglia were identified based on gene proximity analysis of open regions (https:  / / bedtools. readthedocs. io / en / latest / content / tools / closest. html) . Highly opened reads were aligned to the mouse reference genome (GRCm38-mm10-Mus musculus) .Enhancer selection. Candidate regulatory elements were manually curated from a list of elements highly opened and highly expressed in microglia over other type cells.Plasmids. Enhancers were cloned from C57BL / 6J genomic DNA using enhancer-specific primers and Phusion high-fidelity polymerase. Individual enhancers were then inserted into a rAAV backbone (agift from Dr. Rui Lin, the construction of the backnone may refer to A viral strategy for targeting and manipulating interneurons across vertebrate species. Nat. Neurosci., 19 (2016) , pp. 1743-1749) that contained a miniPromoter (miniP) (293 nt, SEQ ID NO. 26) , mScarlet, WPRE, and human growth hormone polyA using standard molecular cloning approaches. For miniPromoter change, the rAAV backbone was cut by nhe1 and Bamh1, and connected with PCR-amplified miniPromoter production through Gibson assembly.AAV packaging. The AAV vectors were packaged as previously described. The detailed protocol is reported in CN1139656C. In brief, the AAV vectors and the AAV helper plasmids were co-transfected into HEK293T cells. Cells were collected 72 h after transfection, and the viral particles were released from cells by chloroform. The virus was purified using 10%PEG8000 and dialyzed into a PBS buffer. The viral titer was analyzed using quantitative polymerase chain reaction (qPCR) .Common surgery and virus injection.For Mice. Mice were anesthetized with pentobarbital (i. p. 80 mg / kg) before surgery and then placed in a mouse stereotaxic instrument. Injections were performed using a microsyringe pump (Nanoliter 2010 Injector, WPI) and a Micro4 controller (WPI) . The virus was delivered to the target areas at a rate of 46 nl / min. All subsequent experiments were performed at least 2 weeks after virus injection (Unless the virus expression time is separately marked or specified) . For Cx3cr1CreER mice i. p. injection of tamoxifen (i. p., 100 mg / kg) was done for 3 consecutive days after virus injection.For rats. Rats were anesthetized with isoflurane (0.8–5%) in oxygen-enriched air (Oxygenic Power) and placed on a stereotaxic frame (RWD) . Body temperature during this procedure was maintained at 35–37 ℃ by a heating instrument (Reptizoo) . Ophthalmic ointment was used to protect the eyes. Injections were performed using a microsyringe pump (Nanoliter 2010 Injector, WPI) and a Micro4 controller (WPI) . The virus was delivered to the target areas at a rate of 46 nl min-1. All subsequent experiments were performed at least 3 weeks after virus injection. To improve the expression of AAV in rats, doxorubicin (50 ng / ul; Sigma-Aldrich cat. no. D1515) was mixed with AAV before injection.For Non-Human Primates (NHP) . All the monkey procedures were performed at the Chinese Institute for Brain Research, Beijing (CIBR) and approved by the IACUC. All neurosurgical procedures were performed using sterile methods while the subject was anesthetized. For general anesthesia, monkeys were given atropine (0.05 mg / kg, intramuscular) to decrease bronchial secretions before zoletil50 administration (10 mg / kg, intramuscular) . Propofol (6 mg / kg, i. v. ) was used to maintain anesthesia. The anesthetic level was adjusted to eliminate movement as assessed by toe pinches. Corneal reflexes were consistently absent. The subject was placed on a standard operating table with constant heating and the head of the subject was rigidly fixed on a stereotaxic frame. Electrocardiography, heart rate, oxygen saturation (SpO2) (range 95-100%) and rectal temperature (37.5-38.5℃) were continuously monitored by a physiological monitor (Mindray, uMEC7) . A total volume of 100 μL of the virus was unilaterally injected into the right neocortex at a rate of 2 μL / min using a Hamilton syringe (#1710, 26s gauge needle) . To improve the expression of AAV in monkey, doxorubicin (50 ng / ul) was mixed with AAV before injection. Anaesthesia was withdrawn and the animals were monitored until they became active, on which they were returned to their cages. Activity and behaviour were closely monitored over the next 3 days, with daily observations thereafter. After the surgery, buprenorphine (0.01 mg / kg) was administered intramuscularly for 3 consecutive days for analgesia.For human ex vivo brain slices. Human neurosurgical tissue studies were approved by the Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University. Neocortical tissue was surgically excised to gain access to deeper pathological brain tissue targeted for resection. The resected neocortical brain tissue was distal to the core pathological tissue and thus deemed suitable for research purposes and not of diagnostic value.Human brain slices were prepared using the NMDG protective recovery method. Human neurosurgical tissue specimens were placed in carbogenated NMDG artificial cerebrospinal (ACSF) solution containing (in mM) : 92 NMDG, 2.5 KCl, 1.25 NaH2PO4, 30 NaHCO3, 20 HEPES, 25 glucose, 2 thiourea, 5 Na-ascorbate, 3 Na-pyruvate, 0.5 CaCl2.4H2O, and 10 MgSO4.7H2O. Brain slices were prepared on a VF-200 Compresstome at 300-μm thickness using a zirconium ceramic blade (EF-INZ10, Cadence) and then underwent warmed recovery in carbogenated NMDG aCSF at 32–34 ℃ for 12 min. Human brain slices were placed on membrane inserts in six-well sterile culture plates, and wells were filled with slice culture medium consisting of 8.4 g / L MEM Eagle medium, 20%heat-inactivated horse serum, 30 mM HEPES, 13 mM D-glucose, 15 mM NaHCO3, 1 mM ascorbic acid, 2 mM MgSO4.7H2O, 1 mM CaCl2.4H2O, 0.5 mM GlutaMAX-I, and 1 mg / L insulin. The slice culture medium was carefully adjusted to pH 7.2 –7.3, osmolality of 300 –305 mOsmoles / kg by the addition of pure H2O, and then sterile-filtered. Culture plates were placed in a humidified 5%CO2 incubator at 35 ℃ and the slice culture medium was replaced every 2–3 days until endpoint analysis. 60 minutes after plating, brain slices were infected by direct application of 1 μL of concentrated AAV viral particles distributed over the slice surface. With the DOX group, add an additional 1ul of doxorubicin (50 ng / ul) .Immunohistochemistry. Animals were anesthetized with an overdose of pentobarbital and perfused intracardially with PBS, followed by paraformaldehyde (PFA, 4%wt / vol in PBS) . Brains were dissected and postfixed in 4%PFA for at least 4 h at 25 ℃. Samples were then dehydrated in 30%sucrose solution. Brain sections (35 μm) were prepared on a Cryostat microtome (Leica, cat. no. CM1950) . Sections were permeabilized with 0.3%Triton X-100 in PBS (PBST) and blocked in 2%BSA in PBST at 25 ℃ for 1 h. Sections were then incubated with primary antibodies (anti-Iba1, 1: 1000, cat. no. 019-19741, Wako) overnight at 4℃. Samples were washed three times in PBST and were then incubated with fluorescent secondary antibodies (Goat anti-rabbit-AF488, 1: 500, cat. no. 111-545-003, Jackson ImmunoResearch) at 25 ℃ for 2 h.After culturing, the isolated human brain slices were fixed with 4%PFA for at least 4 hours at 25 ℃. Slices were permeabilized with 0.3%Triton X-100 in PBS (PBST) and blocked in 2%BSA in PBST at 25 ℃ for 1 h. Slices were then incubated with primary antibodies (anti-Iba1, 1: 1000, NB100-1028) overnight at 4 ℃. Samples were washed three times in PBST and were then incubated with fluorescent secondary antibodies (Donkey anti-goat-IgG, 1: 500, cat. no. 705-605-003, Jackson ImmunoResearch) at 25 ℃ for 2 h.Image acquisition and analysis of fixed tissues. Confocal microscopy was performed on a leica SP8 confocal microscope (TCS SP8) . For slide scanner imaging, we performed wide-field fluorescence imaging using the Olympus VS120 virtual microscopy slide scanning system (Olyvia) with a ×10 objective. Cell counting was performed using Imaris and Aivia.Statistics and reproducibility. Statistical significance was evaluated using Prism 9 (Graphpad) . All transduction rate, cell counting and immunostaining experiments were independently performed ≥3 times with similar results.Example 1 Identification of a microglia-specific regulatory element (MSRE) via in vivo screeningTo identify candidate microglia regulatory elements (cMREs) , we analyzed published data describing the epigenomic profiles of the adult mouse brain. We initially performed an integrative analysis of the scRNA-seq and scATAC-seq data to identify microglia-specific clusters from the ATAC profile. Subsequently, we identified open chromatin regions around genes highly expressed in microglia by analyzing the ATAC profiles.We then manually selected 25 open chromatin regions that displayed highly specific expression in microglia as candidates, i.e., cMRE1 (SEQ ID NO. 1) , cMRE2 (SEQ ID NO. 2) , cMRE3 (SEQ ID NO. 3) , cMRE4 (SEQ ID NO. 4) , cMRE5 (SEQ ID NO. 5) , cMRE6 (SEQ ID NO. 6) , cMRE7 (SEQ ID NO. 7) , cMRE8 (SEQ ID NO. 8) , cMRE9 (SEQ ID NO. 9) , cMRE10 (SEQ ID NO. 10) , cMRE11 (SEQ ID NO. 11) , cMRE12 (SEQ ID NO. 12) , cMRE13 (SEQ ID NO. 13) , cMRE14 (SEQ ID NO. 14) , cMRE15 (SEQ ID NO. 15) , cMRE16 (SEQ ID NO. 16) , cMRE17 (SEQ ID NO. 17) , cMRE18 (SEQ ID NO. 18) , cMRE19 (SEQ ID NO. 19) , cMRE20 (SEQ ID NO. 20) , cMRE21 (SEQ ID NO. 21) , cMRE22 (SEQ ID NO. 22) , cMRE23 (SEQ ID NO. 23) , cMRE24 (SEQ ID NO. 24) , cMRE25 (SEQ ID NO. 25) . These candidates were then cloned and packaged into viruses and injected into the brains of C57BL / 6J mice. The selected candidates were then cloned into the rAAV backbone, packaged into viruses using the MG1. 2 (reported in WO2023108507A. ) , and subsequently injected into the brains of C57BL / 6J mice. After 14 days, the brains were sectioned and immunostained with an antibody against ionized calcium-binding adapter molecule 1 (Iba1, a microglia specific marker) to evaluate the expression of viruses (Fig. 1a) . These candidates served as a starting point for identifying putative gene regulatory elements that may drive microglia-specific gene expression across diverse brain regions.The screening identified three candidates (cMRE7, 8, 17) that successfully drive mScarlet expression in microglia (Fig. 1b and Fig. 2) , with specificity reaching ～50%. To improve the specificity of the expression, we performed sequence truncation on these 3 candidates. We first started truncating from the 3' end, with each truncation increasing by 100 nt from the previous one (Fig. 3) . Through truncation tests, we found that when cMRE8 and 17 were truncated by 500 and 600 nt (SEQ ID NO. 30 (cMRE8 were truncated by 500 nt) , 31 (cMRE8 were truncated by 600 nt) , 32 (cMRE17 were truncated by 500 nt) ) , the expression effect was better than that of non-truncated ones (Fig. 4) . However, cMRE7 did not find a better sequence than the original one by truncating it in this way. Subsequently, we performed similar truncation on cMRE8 from the 5' end and found that when the 5' end was truncated by 400 nt (SEQ ID NO. 37) , viral expression was significantly improved (Fig. 5) . By using the method of cross-truncation test at both ends, we found a core region (SEQ ID NO. 36, truncated by 134 nt from the 5' end and 334 nt from the 3' end) on cMRE8 for AAV-specific expression in microglia (Fig. 3) . Next we made corresponding truncations around core region (Fig. 3) . We found that the cMRE8.2 (SEQ ID NO. 33) , cMRE8.3 (SEQ ID NO. 34) , cMRE8.4 (SEQ ID NO. 35) all displayed higher specificity, and cMRE8.2 displayed the highest specificity (Fig. 6) . We therefore named cMRE8.2 as “microglia-specific regulative element” (MSRE) . At the same time, we tried to change different miniPromoter combinations to increase the specificity of the selected candidates. Previously, CD68 (SEQ ID NO. 28) and P47 phox (SEQ ID NO. 29) were reported mini-promoters that could drive gene expression in macrophages. Additionally, minimal beta-globin promoter (miGloin) (46 nt, SEQ ID NO. 27) derived from miniP (293 nt, SEQ ID NO. 26) could also powerfully drive gene expression. We therefore tested the expression of cMRE7, 8 and 17 with different mini-promoters (Fig. 7) . We found that changing miniPromoters had a certain effect on the specificity of the candidates, among which the combination with miGloin seems to have the best effect (Fig. 8) . Therefore, we subsequently used miGlobin to replace miniP and perform combined testing with candidate sub-truncated sequences. After extensive screening, we determined that MSRE combined with minimal beta-globin promoter achieved the highest expression specificity when driving mScarlet expression in microglia.Using the immunoreactivity of Iba1 as a marker for microglia, we found that >99%of mScarlet in the injection sites were labeled (OFC, 99.1±0.007%and CPu, 99.1±0.003%, mean ± s. e. m; Fig. 9) . Based on statistics counting cells from the center of the virus injection site, we found that >80%of microglia in the core regions of the injection sites were labeled, demonstrating that the MSRE efficiently drives virus-mediated expression of mScarlet in microglia (Fig. 10, 11) .Example 2 The performance of MSRE-driven genes in miceAfter identifying MSRE as a candidate regulatory element that drives gene expression in microglia, we next tested the specificity and efficiency of the MSRE in different brain regions. We used a new capsid protein (SEQ ID NO. 42) , 2 / 9. m that can transduce microglia effectively (Fig. 12) . The AAV virus produced by this new capsid has a higher titer than AAV-MG1.2 (Fig. 13, P values are 0.007; unpaired t-test) . We packaged a single-stranded, MSRE-driven mScarlet reporter vector into AAV2 / 9. m and injected the rAAVs into the brains of C57BL / 6J mice. AAV2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet induced robust and widespread mScarlet expression in microglia across all brain areas 8 days after virus injection (Fig. 14) . However, when the expression time was extended to 14 days, the specificity of AAV2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet mediated expression in several brain regions decreased significantly. (Fig. 15, 16; P values are 0.0068; paired t-test) .To address this problem, we introduced miRNAs to restrict gene expression in microglia. We added 1 x miR9T sequence behind mScarlet (Fig. 17) . We found that 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1miR9T could drive strong and widespread mScarlet expression in microglia in all brain areas tested 14 days after virus injection (Fig. 18 and Fig. 22a, 22b) . The specificity of the virus in OFC, CPu, hippocampus, thalamus and midbrain were 99.6±0.3%and 99.6±0.1%, 97.7±2.4%, 95.8±2.2%, and 85.7±7.4%respectively (mean ± s. e. m; Fig. 19) . The efficiency for microglia transduction in the core regions in OFC, CPu, hippocampus, thalamus and midbrain were 92.5±5.8%, 95.6±1.7%, 71.0±17.7%, 80.0±6.0%, 74.3±12.2%, respectively (mean ± s. e. m; Fig. 20) . In addition, we also tested the effect of long-term expression of the virus. After 2 months, 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1miR9T still maintained good selectivity for microglia in CPu (Fig. 22c) . Therefore, 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1miR9T could steadily drive mScarlet selective expression in microglia with high efficiency.AD is a detrimental neurodegenerative disease with no effective treatments. Microglia are highly heterogeneous in AD disease models. With AAV for specifically infecting microglia, we next wanted to test it in AD model mice. We selected aged 3, 6, 9, and 12 months APPPS1 mice for testing. We found that 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-1miR9T was able to APP / PS1 mice of all ages. It can not only infect normal microglia in APP / PS1 mice, but also effectively infect damage-associated microglia that clustered around Aβ plaques (Fig. 21) . The development of the AAV-MSRE system could represent a significant step forward in the treatment of brain diseases.Example 3 2 / 9. m-MSRE mediates efficient microglia expression in rats.AAV has biological differences between species. Having validated the transduction profiles in mouse models, we next investigated the efficacy in another common research model system –rats. We injected MG1.2 and 2 / 9m in Sprague Dawley adults. After 21 days, we found that very few cells were labeled (Fig. 26a) . Inhibition of topoisomerases or proteasomes facilitates rAAV transduction, both in vitro and in vivo. We therefore examined whether doxorubicin (DOX) , an FDA-approved topoisomerase inhibitor, might further enhance the in vivo microglial transduction efficiency of 2 / 9. m. We transduced rat microglia using 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-1miR9T together with DOX. The application of DOX significantly accelerated and enhanced the transgene expression driven by 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-1miR9T and didn’ t change the selectivity of 2 / 9. m for microglia (Fig. 23 and Fig. 26b) . The specificity of the virus in mPFC, CPu, hippocampus, thalamus and midbrain were 92.3±3.0%and 96.1±0.7%, 90.5±2.0%, 50.1±5.8%, and 23.9±2.5%respectively (mean ± s. e. m; Fig. 24) . The efficiency for microglia transduction in the core regions in OFC, CPu, hippocampus, thalamus and midbrain were 80.5±10.5%, 71.3±16.8%, 69.8±15.1%, 51.0±9.4%, 27.1±8.4%, respectively (mean ± s. e. m; Fig. 25) . We found that the specificity of 2 / 9. m-MSRE for microglia decreased in thalamus and midbrain. Not only did we observe this phenomenon in rats, we also observed in mice that 2-month expression of 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-1miR9T in the midbrain would cause severe leakage. This may be due to the different transcriptional regulatory status of microglia in different brain areas.Example 4 Cross-species microglia targeting by AAV-MSRE.To evaluate species-dependent transduction variability, we delivered AAV-MSRE via intraparenchymal injection into the neocortex and striatum of macaques. Based on rat data, we co-administered DOX (50 μg / mL, AAV: DOX =5: 1) and evaluated expression 3 months post-injection. Immunohistochemistry confirmed >93%microglial specificity in cortical grey matter, white matter, and striatum (Figs. 27a, 27b) , with transduction efficiency peaking at 36%in the injection core. Notably, specificity remained consistent across anatomically distinct regions, though efficiency varied, underscoring the need for dose optimization in larger brain volumes. These results demonstrate robust cross-species compatibility of AAV-MSRE, albeit with region-dependent efficiency gradients that may reflect differences in microglial density or AAV diffusion kinetics in primate parenchyma.Example 5 AAV-MSRE testing in human ex vivo brain slicesOf primary concern for the therapeutic applicability of AAV in rodents is how well their transgene expression profile translates to humans. After validating the AAV-MSRE transduction profiles and demonstrating their functional application in rodent species, we next explored its transduction to higher organisms. Therefore, we sought to characterize the transgene expression profile of 2 / 9. m-MSRE-miGlobin-mScarlet-1miR9T in human ex vivo brain slices. We obtained the patient's temporal cortex tissue from the Sanbo Brain Hospital and virally transduced ex vivo slices (Fig. 28a) . In order to compare the effect of DOX on AAV expression in isolated brain slices, we designed two groups with and without DOX. After 2 weeks, in the absence of the DOX group, AAV only infected a small number of cells. The application of DOX significantly enhanced the transgene expression driven by MSRE, the specificity for microglia was 91.1% (Figs. 28b, 28c) . The strong performance of AAV-MSRE-miGlobin-mScarlet-1miR9T in human ex vivo slices suggests great potential for the use of AAV manipulation microglia in future translational applications.Sequence Table

Claims

1.A fusion promoter, comprising a microglia specific promoter and a mini promoter from the 5'end to the 3'end,wherein the microglia specific promoter comprises a nucleotide sequence shown by any one of SEQ ID NOs. 7, 8, 17, and 43-50, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof,and the mini promoter comprises a nucleotide sequence shown by any one of SEQ ID NOs. 26-29, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.2.The fusion promoter according to claim 1, wherein the microglia specific promoter and the mini promoter is any one of the following combinations:(1) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 7, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(2) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 17, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(3) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 27, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(4) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 26, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(5) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 28, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof;(6) the microglia specific promoter is shown by SEQ ID NO. 8, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof, and the mini promoter is shown by SEQ ID NO. 29, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.3.The fusion promoter according to claim 1 or claim 2, wherein the functional fragment is a truncated fragment obtained by truncating at least 200, 250, 300, 350, 400, 450, 500, 550, 600, or 700nt at the 3' end and / or the 5' end from the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 7, SEQ ID NO. 8, or SEQ ID NO. 17.4.The fusion promoter according to claim 3, wherein the functional fragment is obtained by truncating 200-700, 300-700, 400-700, 500-700, 500-600 nt from the 3' end and / or 200-700, 300-700, 400-700, 500-700, 400-600 nt from the 5' end of the nucleotide sequence shown by SEQ ID NO. 8 or SEQ ID NO. 17.5.The fusion promoter according to claim 4, wherein the functional fragment is as shown by any one of SEQ ID NOs. 30-32, and 37.6.The fusion promoter according to any one of claims 1-5, wherein the microglia specific promoter is obtained by extending 0-150 nt, 20-150 nt, 40-150 nt, 60-150 nt, 80-150 nt, 100-150 nt, 120-150 nt, 130-150 nt, towards the 5'end and / or 0-150 nt, 20-150 nt, 40-150 nt, 60-150 nt, 80-150 nt, 100-150 nt, 120-150 nt, 130-150 nt, towards the 3'end from the core sequence shown by SEQ ID NO. 36.7.The fusion promoter according to claim 6, wherein the microglia specific promoter is shown by any one of SEQ ID NOs. 33-35.8.An capsid protein for packaging an adeno-associated virus (AAV) , having an amino acid sequence shown by SEQ ID NO. 42, a variant thereof having at least 80%, 85%, 90%, 95%, 98%, 99%sequence identity therewith, or a functional fragment thereof.9.The capsid protein according to claim 8, wherein the capsid protein enhances the infection efficiency of the AAV in microglia.10.An AAV viral vector, comprising the fusion promoter according to any one of claims 1-7.11.The viral vector according to claim 10, wherein the AAV viral vector further comprises an exogenous gene.12.The viral vector according to claim 11, wherein the exogenous gene is a central nervous system disease-related gene.13.The viral vector according to claim 12, wherein the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of TREM2, APOE, MERTK, and SALL1.14.The viral vector according to any one of claims 10-13, wherein the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA.15.The viral vector according to any one of claims 10-14, wherein the AAV viral vector further comprises a nucleotide sequence coding for the capsid protein according to claim 8 or 9.16.A method for expressing an exogenous gene in a microglia cell, comprising infecting the microglia cell with the AAV viral vector according to any one of claims 10-15 , wherein the exogenous gene is operatively linked to the fusion promoter according to any one of claims 1-7.17.The method according to claim 16, wherein the exogenous gene is a central nervous system disease-related gene.18.The method according to claim 17, wherein the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of TREM2, APOE, MERTK, and SALL1.19.The method according to any one of claims 16-18, wherein the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA.20.The method according to claim 19, wherein the miRNA is shown by SEQ ID NO. 40.21.Use of the fusion promoter according to any one of claims 1-7 or the AAV viral vector according to any one of claims 10-15 in promoting the expression of an exogenous gene in a microglia cell, wherein the exogenous gene is operatively linked to the fusion promoter.22.The use according to claim 21, wherein the exogenous gene is a central nervous system disease-related gene.23.The use according to claim 22, wherein the central nervous system disease-related gene codes for an agonist or antagonist of one or more proteins selected from the group consisting of TREM2, APOE, MERTK, and SALL1.24.The use according to any one of claims 21-23, wherein the exogenous gene comprises a nucleic acid sequence coding for a miRNA.25.The use according to claim 24, wherein the miRNA is shown by SEQ ID NO.40.

Images